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DE69132700T2 - Oberflächen lokalisierte expressionsbanken von heteromeren rezeptoren - Google Patents

Oberflächen lokalisierte expressionsbanken von heteromeren rezeptoren

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DE69132700T2
DE69132700T2 DE69132700T DE69132700T DE69132700T2 DE 69132700 T2 DE69132700 T2 DE 69132700T2 DE 69132700 T DE69132700 T DE 69132700T DE 69132700 T DE69132700 T DE 69132700T DE 69132700 T2 DE69132700 T2 DE 69132700T2
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D. Huse
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Description

    HINTERGRUND DER ERFINDUNG
  • Diese Erfindung betrifft allgemein die rekombinante Expression heteromerer Rezeptoren, und genauer gesagt die Expression derartiger Rezeptoren an der Oberfläche filamentöser Bakteriophagen.
  • Bei Antikörpern handelt es sich um heteromere Rezeptoren, die das Immunsystem des Wirbeltier-Organismus produziert und die an Antigene binden. Die Moleküle setzen sich aus zwei aneinander gebundenen Schwerketten- und zwei Leichtketten- Disulfiden zusammen. Antikörper weisen das Aussehen einer "Y"-förmigen Struktur auf, wobei der Antigen-bindende Abschnitt am Ende beider kurzen Arme des Y sitzt. Die Region auf den Schwer- und Leichtketten-Polypeptiden, die dem Antigenbindenden Abschnitt entspricht, ist als variable Region bekannt. Die Unterschiede zwischen den Antikörpern innerhalb dieser Region sind in erster Linie für die abweichenden Bindungs-Spezifitäten innerhalb der Antikörper-Moleküle verantwortlich. Die Bindungs-Spezifitäten stellen eine Mischung aus den Wechselwirkungen der Antigene sowohl mit den Schwer- als auch den Leichtketten-Polypeptiden dar.
  • Das Immunsystem ist in der Lage, eine nahezu unendliche Anzahl verschiedener Antikörper zu erzeugen. Eine derart große Vielfalt wird zum Erhalt der variablen Regionen jeder Kette in erster Linie durch Rekombination und differentielle Paarung der schweren und leichter Ketten erzeugt. Die Befähigung, das natürliche Immunsystem nachzuahmen und Antikörper zu erzeugen, die an jegliches gewünschte Molekül binden, ist von Nutzen, da solche Antikörper für diagnostische und therapeutische Zwecke eingesetzt werden können.
  • Bis vor kurzem wurde die Erzeugung von Antikörpern gegen ein gewünschtes Molekül nur durch Manipulation der natürlichen Immunreaktionen erreicht. Die Methoden umfaßten die klassischen Methoden der Immunisierung von Labortieren und die monoklonale Antikörper-Produktion, wobei die Erzeugung monoklonaler Antikörper aber arbeits- und zeitintensiv ist. Sie bezieht eine Reihe unterschiedlicher Methoden mit ein und wird ausschließlich an Tierzellen vorgenommen. Tierzellen benötigen relativ lange Generierungszeiten und erfordern besondere Vorsichtsmaßnahmen im Vergleich zu prokaryontischen Zellen, um die Lebensfähigkeit der Kulturen sicherzustellen.
  • Ein Verfahren zur Erzeugung eines großen Repertoires verschiedenartiger Antikörper-Moleküle in Bakterien wurde beschrieben, Huse et al., Science, 246, 1275-1281 (1989). Das Verfahren verwendet den Bakteriophagen Lambda als Vektor. Bei dem Lambda-Vektor handelt es sich um ein langes, lineares, doppelsträngiges DNA-Molekül. Die Herstellung der Antikörper unter Verwendung dieses Vektors umfasst das Klonieren von Schwerketten- und Leichtketten-Populationen der DNA-Sequenzen in separate Vektoren. Die Vektoren werden anschließend zum Erhalt eines einzelnen Vektors zufallskombiniert, der die Koexpression der schweren und leichten Ketten zur Bildung von Antikörper-Fragmenten lenkt. Ein Nachteil bei diesem Verfahren ist, dass unerwünschte Kombinationen von Vektorabschnitten beim Konstruieren des Koexpressions-Vektors zusammenkommen. Obschon diese unerwünschten Kombinationen keine lebensfähigen Phagen ergeben, so aber doch einen beträchtlichen Verlust an Sequenzen aus der Population, und damit einen Verlust bei der Verschiedenartigkeit der Zahl der unterschiedlichen Kombinationen, die zwischen den schweren und leichten Ketten erzielt werden können. Außerdem ist die Größe des Lambda-Phagen-Gens im Vergleich zu den Genen groß, die für die Antikörper-Segmente kodieren. Dies macht das Lambda-System an sich im Vergleich zu anderen verfügbaren Vektorsystemen schwerer manipulierbar.
  • Daher besteht Bedarf an einem Verfahren zur Erzeugung verschiedenartiger Populationen heteromerer Rezeptoren, welches das natürliche Immunsystem nachahmt und dabei schnell und effizient ist und ausschließlich gewünschte Kombinationen ohne Verlust der Verschiedenartigkeit erbringt. Durch die vorliegende Erfindung werden diese Anforderungen erfüllt und außerdem darauf bezogene Vorteile bereitgestellt.
  • ZUSAMMENFASSUNG DER ERFINDUNG
  • Die Erfindung betrifft eine Vielzahl von Zellen, die verschiedenartige Kombinationen erster und zweiter DNA-Sequenzen enthalten, die für erste und zweite Polypeptide kodieren, welche wiederum einen heteromeren Rezeptor bilden, wobei der heteromere Rezeptor an der Oberfläche einer Zelle exprimiert wird, vorzugsweise einer solchen, die filamentöse Bakteriophagen, z. B. M13, erzeugt. Vektoren, Kloniersysteme und Methoden zur Erzeugung und zum Screening der heteromeren Rezeptoren werden ebenfalls bereitgestellt.
  • KURZE BESCHREIBUNG DER ZEICHNUNGEN
  • In Abb. 1 ist eine schematisierte Ansicht der beiden Vektoren gezeigt, die zum Aufbau von Oberflächenexpressions-Genbanken aus Schwerketten- und Leichtketten-Banken verwendet werden. Bei M131X30 (Abb. 1A) handelt es sich um den zum Klonieren der Schwerketten-Sequenzen verwendeten Vektor (offene Box). Der Pfeil mit einer Spitze stellt die Lac-p/o-Expressions-Sequenzen dar und der Pfeil mit zwei Spitzen den Abschnitt des M131X30, der mit M131X11 zu kombinieren ist. Das Amber-Stopcodon und die relevanten Restriktionsstellen sind ebenfalls gezeigt. M131X11 (Abb. 1B) stellt den Vektor dar, der zum Klonieren der Leichtketten-Sequenzen verwendet wird (gestrichelte Box). Die dicken Linien stehen für die Pseudo-Wildtyp-(pseudo-gVIII) und Wildtyp-(gVIII)-Gen-VIII-Sequenzen. Der Pfeil mit zwei Spitzen stellt den Abschnitt von M131X11 dar, der mit M131X30 zu kombinieren ist. Die relevanten Restriktionsstellen sind ebenfalls gezeigt. In Abb. 1C sind die zusammengefügten Vektorpopulationen der Schwer- und Leichtketten-Banken zum Erhalt des funktionellen Oberflächenexpressions-Vektors M131XHL gezeigt. In Abb. 1D ist die Schaffung einer Oberflächenexpressions- Genbank bei einem Nicht-Suppressor-Stamm und die Erzeugung der Phagen gezeigt. Die Phagen werden zur Infizierung eines Suppressor-Stamms (Abb. 1E) für die Oberflächenexpression und das Screening der Genbank verwendet.
  • In Abb. 2 ist die Nukleotidsequenz von M131X30 (SEQ ID NR. 1) gezeigt.
  • In Abb. 3 ist die Nukleotidsequenz von M131X11 (SEQ ID NR. 2) gezeigt.
  • In Abb. 4 ist die Nukleotidsequenz von M131X34 (SEQ ID NR. 3) gezeigt.
  • In Abb. 5 ist die Nukleotidsequenz von M131X13 (SEQ ID NR. 4) gezeigt.
  • In Abb. 6 ist die Nukleotidsequenz von M131X60 (SEQ ID NR. 5) gezeigt.
  • AUSFÜHRLICHE BESCHREIBUNG DER ERFINDUNG
  • Diese Erfindung betrifft einfache und wirksame Verfahren zur Erzeugung eines großen Repertoires verschiedenartiger Kombinationen von heteromeren Rezeptoren. Dieses Verfahren ist darin von Vorteil, dass lediglich geeignete Kombinationen von Vektorabschnitten zur Koexprimierung verschiedener DNA-Sequenzen ohne Einbußen bei Populations-Größe oder -Verschiedenartigkeit zufällig miteinander zusammengebracht werden. Die Rezeptoren können an der Oberfläche von Zellen exprimiert werden, z. B. solchen, mit denen filamentöse Bakteriophagen erzeugt werden, die in großen Anzahlen gescreent werden können. Die für die Rezeptoren kodierenden Nukleinsäure-Sequenzen lassen sich ohne weiteres charakterisieren, da filamentöse Bakteriophagen die für wirksame Sequenzierungen und Mutagenese- Methoden nützliche einzelsträngige DNA produzieren. Die derart erhaltenen heteromeren Rezeptoren sind in unbegrenzter Zahl für diagnostische und therapeutische Verfahren nützlich.
  • Bei einer Ausführungsform werden zwei Populationen verschiedenartiger Schwer- (Hc)- und Leicht-(Lc)-ketten-Sequenzen mittels Polymerase-Kettenreaktion (polymerase chain reaction - PCR) synthetisiert. Diese Populationen werden in separate Vektor-enthaltende Elementen auf M13-Basis kloniert, die zur Expression erforderlich sind. Der schwerkettige Vektor enthält eine Gen-VIII-(gVIII)-Hüllprotein- Sequenz, so dass die Translation der Hc-Sequenzen gVIII-Hc-Fusionsproteine ergibt. Die Populationen der beiden Vektoren werden zufallskombiniert, so dass lediglich die Vektorabschnitte, die die Hc- und Lc-Sequenzen enthalten, zu einem einzelnen zirkulären Vektor verbunden werden. Der kombinierte Vektor lenkt die Koexpression der beiden Hc- und Lc-Sequenzen zur Zusammenfügung der beiden Polypeptide und zur Oberflächenexpression auf M13. Es existiert auch ein Mechanismus zur Kontrolle der Expression der gVIII-Hc-Fusionsproteine während des Aufbaus der Genbank und dem Screening.
  • Wie hierin verwendet, betrifft die Bezeichnung " heteromere Rezeptoren" Proteine, die aus zwei oder mehr Untereinheiten zusammengesetzt sind, die zusammen eine auf bestimmte Moleküle gerichtete Bindungsaktivität zeigen. Es sollte verstanden sein, dass die Bezeichnung die Untereinheit-Fragmente umfasst, solange die Anordnung der Polypeptide und Funktion des angeordneten Komplexes erhalten bleibt. Heteromere Untereinheiten umfassen zum Beispiel Antikörper und deren Fragmente, wie zum Beispiel Fab- und (Fab)&sub2;-Abschnitte, T-Zell-Rezeptoren, Integrine, Hormon-Rezeptoren und Transmitter-Rezeptoren.
  • Wie hierin verwendet, bezieht sich die Bezeichnung "zuvor ausgewähltes Molekül" auf ein Molekül, das aus einer Anzahl von Möglichkeiten ausgewählt wird. Das Molekül kann zum Beispiel ein Protein oder Peptid oder ein organisches Molekül, zum Beispiel ein Wirkstoff sein. Ein spezifisches Beispiel für ein zuvor ausgewähltes Molekül ist Benzodiazapam.
  • Wie hierin verwendet, bezieht sich der Ausdruck "Koexpression" auf die Expression zweier oder mehrerer Nukleinsäure-Sequenzen, die normalerweise als separate Polypeptide exprimiert werden. Bei heteromeren Rezeptoren ordnen sich die koexprimierten Polypeptide zur Form des Heteromers an. Daher bezieht sich "Expressionselemente", wie hierin verwendet, auf Sequenzen, die für die Transkription, Translation, Regulation und Sortierung der exprimierten Polypeptide, die die heteromeren Rezeptoren ausmachen, erforderlich sind. Der Begriff umfasst auch die Expression zweier Untereinheiten-Polypeptide, die verknüpft sind, doch zur Anordnung zu einem heteromeren Rezeptor fähig sind. Ein spezifisches Beispiel der Koexpression verknüpfter Polypeptide ist die Expression von Hc- und Lc-Polypeptiden mit einem flexiblen Peptid oder eine Polypeptid-Verknüpfung, die die beiden Untereinheiten zu einer einzigen Kette verbindet. Der Linker ist flexibel genug, um die Bindung der Hc- und Lc-Abschnitte zu einem funktionellen Fab-Fragment zu ermöglichen.
  • Die Erfindung stellt eine Zusammensetzung aus einem Material bereit, umfassend eine Vielzahl prokaryontischer Zellen, die verschiedenartige Kombinationen erster und zweiter DNA-Sequenzen enthalten, die für erste und zweite Polypeptide kodieren, welche einen heteromeren Rezeptor bilden, der eine auf ein zuvor ausgewähltes Molekül gerichtete Bindungsaktivität zeigt, wobei die heteromeren Rezeptoren an der Oberfläche filamentöser Bakteriophagen exprimiert werden.
  • Die DNA-Sequenzen, die für die Polypeptide der heteromeren Rezeptoren kodieren, wurden mittels den Fachleuten des Bereichs bekannten Verfahren gewonnen. Zu solchen Methoden zählen zum Beispiel die cDNA-Synthese und die Polymerase Chain Reaction (PCR). Die Anforderungen werden vorgeben, welches Verfahren oder welche Kombinationen von Verfahren zum Erhalt der gewünschten Populationen der Sequenzen anzuwenden ist. Die Expression kann in einem beliebigen kompatiblen Vektor/Wirtssystem vorgenommen werden. Solche Systeme umfassen zum Beispiel Piasmide oder Phagemide in Prokaryonten, wie zum Beispiel E. coli, Hefesysteme und andere eukaryontische Systeme wie zum Beispiel Säugerzellen, die jedoch hierin in Zusammenhang mit ihrer derzeit bevorzugten Ausführungsform beschrieben werden, d. h. der Expression auf der Oberfläche filamentöser Bakteriophagen. Zu filamentösen Bakteriophagen zählen zum Beispiel M13, fl und fd. Darüber hinaus können die heteromeren Rezeptoren auch in löslicher oder sekretierter Form exprimiert werden, was von den Erfordernissen und dem verwendeten Vektor/Wirtssystem abhängt.
  • Die Expression heteromerer Rezeptoren, wie zum Beispiel Antikörper oder deren funktionelle Fragmente, auf der Oberfläche von M13 kann zum Beispiel unter Verwendung des in Abb. 1 gezeigten Vektorsystems erzielt werden. Die Konstruktion der Vektoren, die einem Fachmann bei üblicher Sachkenntnis möglich ist, ist in Beispiel 1 ausführlich dargestellt. Die vollständigen Nukleotidsequenzen sind in Abb. 2 und 3 (SEQ ID NRN. 1 und 2) angegeben. Mit diesem System werden zufällig kombinierte Populationen der Schwer-(Hc) und Leicht-(Lc)-ketten- Antikörper-Fragmente erzeugt, die funktionell an Expressionselemente geknüpft sind. Das Hc-Polypeptid wird als Fusionsprotein mit dem M13-Hüllprotein erzeugt, das durch Gen VIII kodiert ist. Das gVIII-Hc-Fusionsprotein verankert daher die angeordneten Hc- und Lc-Polypeptide auf der Oberfläche von M13. Die Verschiedenartigkeit der durch dieses System erhaltenen Hc- und Lc-Kombinationen kann 5 · 10&sup7; oder mehr betragen. Es kann auch eine Verschiedenartigkeit von weniger als 5 · 10&sup7; erzielt werden, was durch die Anforderung und die Art des zu exprimierenden heteromeren Rezeptors bestimmt wird.
  • Die Populationen der in einen Vektor für die Koexpression zu kombinierenden, für Hc und Lc kodierenden Sequenzen wurden jeweils in separate Vektoren kloniert. Für die in Abb. 1 gezeigten Vektoren wurden verschiedenartige Populationen der für Hc-Polypeptide kodierenden Sequenzen in M131X30 (SEQ ID NR. 1) kloniert. Sequenzen, die für Lc-Polypeptide kodieren, wurden in M131X11 (SEQ ID NR. 2) kloniert. Die Populationen werden zwischen die Xho-I-Spe-I- oder Stu-I-Restriktionsenzymstellen in M131X30 und zwischen die Sac I-Xba-I- oder Eco-RV-Stellen in M131X11 insertiert (Abb. 1A bzw. B).
  • Die Populationen der in die Vektoren insertierten Hc- und Lc-Sequenzen können mit geeigneten Restriktions-Erkennungssequenzen, die entgegengesetzte Enden der kodierenden Sequenzen flankieren, synthetisiert werden, doch ist dies nicht unbedingt notwendig. Die Stellen erlauben eine Vereinigung und Raster-Ligation mit Expressionselementen dieser Sequenzen in einen doppelsträngigen Vektor, der mit dem geeigneten Restriktionsenzym gespalten ist. Alternativ können bei einer bevorzugten Ausführungsform die Hc- und Lc-Sequenzen in den Vektor ohne Restriktion der DNA insertiert werden. Diese Kloniermethode ist von Nutzen, da natürlich kodierte Restriktionsenzymstellen innerhalb der Sequenzen vorhanden sein können und dadurch zur Zerstörung der Sequenz führen, wenn diese mit einem Restriktionsenzym behandelt wird. Zur Klonierung ohne Restriktion werden die Sequenzen kurz mit einer 3'→5'-Exonuklease behandelt, wie zum Beispiel T4-DNA- Polymerase oder Exonuklease-III. Auch eine 5'→3'-Exonuklease wird dieselbe Funktion erfüllen. Die überstehende 5'-Endigung, die verbleibt, sollte komplementär zu den einzelsträngigen Überhängen innerhalb des Vektors sein, die nach Restriktion an der Klonierstelle und Behandlung mit Exonuklease zurückbleiben. Die Exonuklease-behandelten Inserte werden mit dem Restriktionsvektor mittels den Fachleuten des Bereichs bekannten Methoden vereinigt. Die Exonuklease-Methode vermindert den Hintergrund und ist leichter durchführbar.
  • Der für Hc-Populationen verwendete Vektor, M131X30 (Abb. 1A; SEQ ID NR. 1), enthält über die Expressionselemente hinaus eine für das Pseudo-Wildtyp-gVIII- Produkt flussabwärts und im Raster mit der Klonierstellen kodierende Sequenz. Dieses Gen kodiert für die Wildtyp-M13-gVIII-Aminosäure-Sequenz, doch wurde auf der Nukleotid-Ebene ausgetauscht, um die homologe Rekombination mit dem auf demselben Vektor enthaltenen Wildtyp-gVIII zu reduzieren. Das Wildtyp-gVIII ist vorhanden, um sicherzustellen, dass zumindest etwas funktionelles Nicht-Fusions- Hüllprotein erzeugt wird. Die Einbeziehung eines Wildtyp-gVIII vermindert daher die Wahrscheinlichkeit der Erzeugung nicht-lebensfähiger Phagen und der biologischen Selektion gegenüber bestimmten Peptid-Fusionsproteinen. Eine differentielle Regulation der beiden Gene kann ebenfalls zur Kontrolle des relativen Verhältnisses von Pseudo- und Wildtyp-Proteinen angewandt werden.
  • Ebenfalls flussabwärts und im Raster mit den Klonierstellen enthalten ist ein Amber- Stopcodon. Das Stopcodon ist zwischen den insertierten Hc-Sequenzen und der gVIII-Sequenz lokalisiert und befindet sich im Raster. Wie die Funktion des WildtypgVIII auch vermindert das Amber-Stopcodon die biologische Selektion bei der Kombination von Vektorabschnitten zur Schaffung funktioneller Oberflächen- Expressionsvektoren. Dies wird durch Verwendung eines Nicht-Suppressor-(sup O)- Wirtsstamm erreichts, da die Nicht-Suppressor-Stämme die Expression nach den Hc- Sequenzen, doch vor den Pseudo-gVIII-Sequenzen, abbrechen. Daher wird das Pseudo-gVIII praktisch niemals unter diesen Umständen auf der Phagenoberfläche exprimiert. Statt dessen werden lediglich lösliche Hc-Polypeptide erzeugt. Die Expression eines Nicht-Suppressor-Wirtsstamms kann in vorteilhafter Weise ausgenützt werden, wenn die Erzeugung großer Populationen der Antikörper- Fragmente gewünscht ist. Andere Stopcodons als Amber, zum Beispiel Opal und Ocker, oder molekulare Schalter, wie etwa induzierbare Repressorelemente, können ebenfalls zur Entkoppelung der Peptidexpression von der Oberflächenexpression eingesetzt werden.
  • Der für Lc-Populationen verwendete Vektor, M131X11 (SEQ ID NR. 2), enthält die erforderlichen Expressionselemente und Klonierstellen für die Lc-Sequenzen, Abb. 1B. Wie bei M131X30, befindet sich flussaufwärts und im Raster mit den Klonierstellen eine Leitsequenz zum Sortieren zur Phagenoberfläche. Außerdem sind auch eine ribosomale Bindungsstelle und Lac-Z-Promotor/Operator-Elemente zur Transkription und Translation der DNA-Sequenzen vorhanden.
  • Beide Vektoren enthalten zwei Paare der Mlu-I-Hind-III-Restriktionsenzymstellen (Abb. 1A und B) zur Verknüpfung der Hc- und Lc-kodierenden Sequenzen und ihrer assoziierten Vektor-Sequenzen. Mlu I und Hind III sind nichtkompatible Restriktionsstellen. Die beiden Paare sind entlang der Klonierstelle symmetrisch orientiert, so dass lediglich die Vektorabschnitte, die die zu exprimierenden Sequenzen enthalten, exakt in einem einzigen Vektor kombiniert werden. Die beiden Stellenpaare sind bezüglich einander auf beiden Vektoren identisch orientiert, wobei die DNA zwischen den beiden Stellen bei beiden Vektoren eine ausreichende Homologie aufweisen muss, um sich zu vereinigen. Diese Orientierung ermöglicht die Spaltung jedes zirkulären Vektors in zwei Abschnitte und die Kombination der wesentlichen Komponenten innerhalb jedes Vektors in einem einzelnen zirkulären Vektor, worin die kodierten Polypeptide koexprimiert werden können (Abb. 1C).
  • Es können zwei beliebige Paare der Restriktionsenzymstellen verwendet werden, solange sie entlang der Klonierstelle symmetrisch und auf beiden Vektoren identisch orientiert sind. Die Stellen innerhalb jedes Paares sollten allerdings nicht-identisch oder in unterschiedlicher Weise als ein Spaltungssubstrat erkennbar zu machen sein. Zum Beispiel handelt es sich bei den beiden innerhalb der Vektoren enthaltenen Paare der Restriktionsstellen um Mlu I und Hind III, wie in Abb. 1 gezeigt. Die Stellen sind durch Mlu I bzw. Hind III unterschiedlich spaltbar. Ein Fachmann des Bereichs weiß, alternative Paare der Restriktionsenzymstellen für die oben beschriebenen Mlu-I/Hind-III-Paare einzusetzen. Auch können anstelle der beiden Hind III- und der beiden Mlu-I-Stellen zum Beispiel eine Hind III- und Not-I-Stelle mit einer Mlu-I- und einer Sal-I-Stelle gepaart werden.
  • Der Kombinationsschritt bringt verschiedene Hc- und Lc-kodierende Sequenzen innerhalb der beiden verschiedenartigen Populationen willkürlich in einem einzelnen Vektor zusammen (Abb. 1C; M121XHL). Die von jedem unabhängigen Vektor, M131X30 und M131X11, gespendeten Vektorsequenzen sind zur Erzeugung lebensfähiger Phagen erforderlich. Da außerdem die Pseudo-gVIII-Sequenzen in M131X30 enthalten sind, kann die Koexpression der funktionellen Antikörper- Fragmente als Lc-assoziierte gVIII-Hc-Fusionsproteine auf der Phagenoberfläche solange nicht erzielt werden, bis die Vektorsequenzen verknüpft sind, wie in M131XHL gezeigt.
  • Der Kombinationsschritt wird durch Schneiden jeder Population der Hc- und Lcenthaltenden Vektoren mit Mlu I bzw. Hind III durchgeführt. Die 3'-Endigung jeder gespaltenen Vektor-Population wird mit einer 3'→5'-Exonuklease verdaut, wie oben für das Einführen von Sequenzen in die Klonierstellen beschrieben. Die Vektor- Populationen werden gemischt, miteinander vereinigt und in einen geeigneten Wirt eingeführt. Vorzugsweise wird ein Nicht-Suppressor-Wirt (Abb. 1D) während des anfänglichen Aufbaus der Genbank verwendet, um sicherzugehen, dass nicht gegen Sequenzen aufgrund einer Expression als Fusionsproteine selektiert wird. Phagen, die aus der in einem Nicht-Suppressor-Stamm aufgebauten Genbank isoliert wurden, können zur Infizierung eines Supprossor-Stamms zur Oberflächenexpression der Antikörper-Fragmente verwendet werden.
  • Ein Verfahren zur Auswahl eines heteromeren Rezeptors, der eine Bindungsaktivität gegenüber einem zuvor ausgewählten Molekül aus einer Population verschiedenartiger heteromerer Rezeptoren zeigt, umfasst: (a) die funktionsfähige Knüpfung an einen ersten Vektor einer ersten Population verschiedenartiger DNA-Sequenzen, die für eine verschiedenartige Population erster Polypeptide kodieren, wobei der erste Vektor zwei Paare von Restriktionsstellen aufweist, die entlang einer Klonierstelle symmetrisch orientiert sind; (b) die funktionsfähige Knüpfung an einen zweiten Vektor einer zweiten Population verschiedenartige DNA-Sequenzen, die für eine verschiedenartige Population zweiter Polypeptide kodieren, wobei der zweite Vektor zwei Paare von Restriktionsstellen aufweist, die entlang einer Klonierstelle in einer identischen Orientierung zu der des ersten Vektors symmetrisch orientiert sind; (c) die Kombinierung der Vektorprodukte aus Schritt (a) und (b) unter Bedingungen, die ausschließlich die funktionsfähige Kombinierung jener Vektorsequenzen ermöglichen, die die ersten und zweiten DNA-Sequenzen enthalten; (d) die Einführung dieser Population der kombinierten Vektoren in einen kompatiblen Wirt unter ausreichenden Bedingungen zur Exprimierung dieser Population der ersten und zweiten DNA-Sequenzen; und (e) die Bestimmung der heteromeren Rezeptoren, die an das zuvor ausgewählte Molekül binden. Die Erfindung stellt außerdem die Bestimmung der Nukleinsäure-Sequenzen bereit, die auch für solche Polypeptide kodieren.
  • Die Oberflächenexpression der Antikörper-Bank wird in einem Amber-Suppressor- Stamm vorgenommen. Wie oben beschrieben, entkoppelt das Amber-Stopcodon zwischen der Hc-Sequenz und gVIII-Sequenz die beiden Komponenten in einem Nicht-Suppressor-Stamm. Die Isolierung der aus dem Nicht-Suppressor-Stamm erzeugten Phagen und die Infizierung eines Suppressor-Stamms knüpft während der Expression die Hc-Sequenzen an die gVIII-Sequenz (Abb. 1E). Die Kultivierung des Suppressor-Stamms nach der Infektion ermöglicht die Koexpression auf der Oberfläche von M13 aller Antikörper-Spezies innerhalb der Bank als gVIII-Fusionsproteine (gVIII-Fab-Fusionsproteine). Alternativ kann die DNA aus dem Nicht- Suppressor-Stamm isoliert und dann in einen Suppressor-Stamm eingeführt werden, was dieselbe Wirkung erzielt.
  • Der Grad der Expression der gVIII-Fab-Fusionsproteine kann zusätzlich auf der transkriptionellen Ebene kontrolliert werden. Beide Polypeptide der gVIII-Fab- Fusionsproteine befinden sich unter der induzierbaren Kontrolle des Lac-Z-Promotor/- Operatorsystems. Weitere induzierbare Promotoren können ebenfalls diesen Zweck erfüllen und sind den Fachleuten des Bereichs bekannt. Für hohe Grade der Oberflächenexpression wird die Suppressor-Bank in einem Induktor des Lac-Z- Promotors kultiviert, wie zum Beispiel Isopropylthio-β-Galactosid (IPTG). Eine induzierbare Kontrolle ist von Nutzen, da die biologische Selektion gegenüber nichtfunktionellen gVIII-Fab-Fusionsproteinen durch Kultivierung der Genbank unter nichtexprimierenden Bedingungen minimiert werden kann. Die Expression kann dann ausschließlich zum Zeitpunkt des Screenings induziert werden, was gewährleistet, dass die gesamte Population der Antikörper innerhalb der Bank präzise auf der Phagenoberfläche repräsentiert sind. Dies kann auch zur Kontrolle der Valenz des Antikörpers auf der Phagenoberfläche eingesetzt werden.
  • Die Oberflächenexpressions-Genbank wird auf spezifische Fab-Fragmente gescreent, die zuvor ausgewählte Moleküle mittels standardmäßiger Affinitätsisolations-Verfahren binden. Zu diesen Methoden zählen zum Beispiel das Panning, die Affinitätschromatographie und die Festphasen-Blottingverfahren. Das Panning, wie beschrieben von Parmley und Smith in Gene 73 : 305-318 (1988) ist bevorzugt, da sich hohe Titer der Phagen leicht, schnell und in geringen Volumina screenen lassen. Außerdem lassen sich mit diesem Verfahren geringfügig vorhandene Fab- Fragment-Spezies innerhalb der Population selektieren, die ansonsten nicht nachweisbar wären, und auf im wesentlichen homogene Populationen amplifizieren. Die ausgewählten Fab-Fragmente können durch Sequenzierung der für die Polypeptide kodierenden Nukleinsäuren nach Amplifikation der Phagen-Population charakterisiert werden:
  • Die folgenden Beispiele sollen die Erfindung veranschaulichen, jedoch nicht einschränken.
  • BEISPIEL I Konstruktion, Expression und Screening der Antikörper-Fragmente auf der Oberfläche von M13
  • In diesem Beispiel ist die Synthese eine verschiedenartigen Population von Schwer- (Hc) und Leicht-(Lc)-ketten-Antikörper-Fragmenten und deren Expression auf der Oberfläche von M13 als Gen-VIII-Fab-Fusionsproteine gezeigt. Die exprimierten Antikörper stammen aus der zufälligen Vermischung und Koexpression eines Hc- und Lc-Paars. Außerdem wird die Isolierung und Charakterisierung der exprimierten Fab-Fragmente gezeigt, die Benzodiazapam (BDP) und ihre entsprechende Nukleotidsequenz binden.
  • Isolation von mRNA und PCR-Amplifikation der Antikörper-Fragmente
  • Die Oberflächenexpressions-Genbank wird aus einer mRNA aufgebaut, die aus einer Maus isoliert wurde, die mit KLH-gekoppeltem Benzodiazapam (BDP) immunisiert worden war. BDP wurde an Napfschnecken-Hämocyanin (KLH) unter Anwendung der in Antibodies: A Laboratory Manual, Harlow und Lane, Hrg., Cold Spring Harbor, New York (1988) beschriebenen Methoden gekoppelt. Kurz gesagt machen 10,0 Milligramm (mg) Napfschnecken-Hämocyanin und 0,5 mg BDP mit einem Glutaryl- Spacer umfassen N-Hydroxysuccinimid-Linker-Fortsätze. Die Kopplung wurde wie bei Jonda et al., Science, 241 : 1188 (1988) durchgeführt, die hierin durch Bezugnahme mit aufgenommen ist. Das KLH-BDP-Konjugat wurde mittels Gelfiltrations- Chromatographie durch Sephadex-G-25 entfernt.
  • Das KLH-BDP-Konjugat wurde zur Injektion in Mäuse präpariert, indem 100 ug des Konjugats 250 ul Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung (PBS) zugegeben wurden. Ein gleiches Volumen an komplettem Freund-Adjuvans wurde zugegeben und die gesamte Lösung 5 Minuten lang emulgiert. Den Mäusen wurden 300 ul der Emulsion injiziert. Die Injektionen wurden subkutan an mehreren Stellen unter Verwendung einer 21-Gauge-Nadel verabreicht. Eine zweite Immunisierung mit BDP erfolgte zwei Wochen später. Diese Injektion wurde wie folgt hergestellt: 50 ug BDP wurden in 250 ul PBS verdünnt und ein gleiches Volumen Alum mit der Lösung vermischt. Den Mäusen wurden 500 ul der Lösung unter Verwendung einer 23-Gauge-Nadel intraperitoneal injiziert. Einen Monat später erhielten die Mäuse eine abschließende Injektion mit 50 ug des auf 200 ul PBS verdünnten Konjugats. Diese Injektion wurde intravenös in die laterale Schwanzvene unter Verwendung einer 30-Gauge-Nadel verabreicht. Fünf Tage nach dieser letzten Injektion wurden die Mäuse geopfert und die zelluläre Gesamt-RNA aus ihren Milzen isoliert.
  • Die Gesamt-RNA wurde aus der Milz einer einzelnen Maus isoliert, die wie oben mittels des Verfahrens von Chomczynski und Sacchi, Anal. Biochem., 162: 156-159 (1987) immunisiert worden war. Kurz gesagt wurde sofort nach Entfernung der Milz aus der immunisierten Maus das Gewebe in 10 ml einer denaturierenden Lösung, enthaltend 4,0 M Guaninisothiocyanat, 0,25 M Natriumcitrat bei pH 7,0 und 0,1 M 2-Mercaptoethanol, unter Verwendung eines Glashomogenisators homogenisiert. Ein ml Natriumacetat bei einer Konzentration von 2 M bei pH 4,0 wurde mit der homogenisierten Milz vermischt. Ein ml gesättiges Phenol wurde ebenfalls mit der denaturierenden Lösung, enthaltend die homogenisierte Milz, vermischt. Zwei ml eines Chloroform: Isoamylalkohol-(24 : 1 Vol/Vol)-Gemischs wurden diesem Homogenat zugegeben. Das Homogenat wurde zehn Sekunden lang kräftig vermengt und 15 Minuten lang auf Eis gehalten. Das Homogenat wurde dann auf ein dickwandiges 50-ml-Polypropylen-Zentrifugierröhrchen (Fisher Scientific Company, Pittsburgh, PA) übertragen. Die Lösung wurde bei 10.000 · g über 20 Minuten hinweg bei 4ºC zentrifugiert. Die obere RNA-haltige wässrige Schicht wurde in ein frisches 50-ml- Polypropylen-Zentrifugierröhrchen übertragen und mit einem gleichen Volumen Isopropylalkohol vermischt. Diese Lösung wurde mindestens eine Stunde lang auf - 20ºC zur Ausfällung der RNA gehalten. Die die präzipitierte RNA enthaltende Lösung wurde bei 10.000 · g über zwanzig Minuten hinweg bei 4ºC zentrifugiert. Die pelletierte zelluläre Gesamt-RNA wurde abgesammelt und in 3 ml denaturierender Lösung wie oben beschrieben gelöst. Drei ml Isopropylalkohol wurden der resuspendierten zellulären Gesamt-RNA zugegeben und kräftig vermengt. Diese Lösung wurde mindestens eine Stunde lang zur Ausfällung der RNA auf -20ºC gehalten. Die die präzipitierte RNA enthaltende Lösung wurde bei 10.000 · g über zehn Minuten hinweg bei 4ºC zentrifugiert. Die pelletierte RNA wurde einmal mit einer 75% Ethanol enthaltenden Lösung gewaschen. Die pelletierte RNA wurde unter Vakuum über 15 Minuten hinweg getrocknet und dann in Dimethylpyrocarbonat-(DEPC)-behandeltem H&sub2;O (DEPC-H&sub2;O) resuspendiert.
  • Die Poly-A*-RNA zur Verwendung bei der Erststrang-cDNA-Synthese wurde aus obiger isolierter Gesamt-RNA unter Verwendung eines Spin-Säulen-Kits (Pharmacia, Piscataway, NJ) wie vom Hersteller empfohlen präpariert. Die zugrunde liegende Methodik wurde beschrieben von Aviv und Leder in Proc. Natl. Acad. Sci., USA, 69 : 1408-1412 (1972). Kurz gesagt wurde die Hälfte der aus einer einzelnen immunisierten Mäuse-Milz isolierten Gesamt-RNA, die wie oben beschrieben präpariert worden war, in ein ml DEPCbehandeltem dH&sub2;O resuspendiert und fünf Minuten lang auf 65ºC gehalten. Ein ml an 2 · hochgradig Salz-beladene Puffer (100 mM Tris-HCl bei pH 7,5, 1 M Natriumchlorid, 2,0 mM Dinatriumethylendiamintetraessigsäure (EDTA) bei pH 8,0 und 0,2% Natariumdodecylsulfat (SDS)) wurden der resuspendierten RNA zugegeben und das Gemisch zum Abkühlen auf Raumtemperatur stehengelassen. Das Gemisch wurde dann auf eine Oligo-dT-(Collaborative Research Type 2 oder Type 3, Bedford, MA)-Säule aufgebracht, die zuvor durch Waschen des Oligo-dT mit einer Lösung, enthaltend 0,1 M Natriumhydroxid und 5 mM EDTA, und dann Äqulibrieren der Säule mit DEPC-behandelten dH&sub2;O hergestellt worden war. Das Eluat wurde in einem sterilen Polypropylen-Röhrchen gesammelt und nochmals auf dieselbe Säule nach Erhitzen des Eluats über 5 Minuten hinweg bei 65ºC aufgebracht. Die Oligo-dT-Säule wurde dann mit 2 ml hochgradig Salz-beladene Puffer, bestehend aus 50 mM Tris-HCl bei pH 7,5, 500 mM Natriumchlorid, 1 mM EDTA bei pH 8,0 und 0,1% SDS, gewaschen. Die OligodT-Säule wurde dann mit 2 ml an 1 x mittlerem Salzpuffer (50 mM Tris-HCl bei pH 7,5, 100 mM Natriumchlorid, 1 mM EDTA bei pH 8,0 und 0,1% SDS) gewaschen. Die mRNA wurde mit 1 ml Puffer, bestehend aus 10 mM Tris-HCl bei pH 7,5, 1 mM EDTA bei pH 8,0 und 0,05% SDS, eluiert. Die Messenger-RNA wurde durch Extrahieren dieser Lösung mit Phenol/Chloroform gereinigt, gefolgt von einer einzigen Extraktion mit 100% Chloroform, mit Ethanol präzipitiert und in DEPCbehandeltem dH&sub2;O resuspendiert.
  • Bei der Präparation für die PCR-Amplifikation wurde mRNA als eine Matrize für die cDNA-Synthese verwendet. Bei einem typischen 250-ul-reverse Transkriptions- Reaktionsgemisch wurden 5 bis 10 ug der Milz-mRNA in Wasser zunächst mit 500 ng (0,5 pMol) von entweder dem 3'-VH-Primer (Primer 12, Tabelle I) oder dem 3'-VL- Primer (Primer 9, Tabelle II) bei 65ºC über 5 Minuten hinweg vereinigt. Anschließend wurde das Gemisch auf einen Gehalt von 0,8 mM dATP, 0,8 mM dCTP, 0,8 mM dGTP, 0,8 mM dTTP, 100 mM Tris-HOI (pH 8,6), 10 mM MgCl&sub2;, 40 mM KCl und 20 mM 2-ME eingestellt. Moloney-Mäuse-Leukämievirus-(Bethesda Research Laboratories (BRL), Gaithersburg, MD)-reverse Transkriptase, 26 Einheiten, wurden zugegeben und die Lösung eine Stunde lang bei 40ºC inkubiert. Die resultierende Erststrang-cDNA wurde mit Phenol extrahiert, mit Ethanol präzipitiert und dann beim Polymerase Chain Reaction-(PCR)-Verfahren verwendet, wie nachfolgend für die Amplifikation der Schwer- und Leichtketten-Sequenzen beschrieben.
  • Die zur Amplifikation der Schwerketten-Fd-Fragmente zum Aufbau der M131X30- Genbank verwendeten Primer sind in Tabelle I gezeigt. Die Amplifikation wurde in acht separaten Reaktionen vorgenommen, wie beschreiben bei Saiki et al., in Science, 239 : 487-491 (1988), wobei jede Reaktion einen der 5'-Primer (Primer 2 bis 9; jeweils SEQ ID NRN. 7 bis 14) und einen der 3'-Primer (Primer 12; SEQ ID NR. 17) enthielt, wie in Tabelle I aufgelistet. Die verbliebenen 5'-Primer, die zur Amplifikation in einer einzigen Reaktion verwendet wurden, sind entweder ein degenerierter Primer (Primer 1; SEQ ID NR. 6) oder ein Primer, der Inosin an vier degenerierten Positionen enthält (Primer 10; SEQ ID NR. 15). Der verbleibende 3'-Primer (Primer 11; SEQ ID NR. 16) wurde zur Konstruktion von Fv-Fragmenten verwendet. Der unterstrichene Abschnitt der 5'-Primer enthält eine Xho-I-Stelle und der des 3'- Primers eine Spe-I-Restriktionsstelle zur Klonierung der amplifizierten Fragmente in den M131X30-Vektor in einem zuvor bestimmten Leseraster für die Expression. TABELLE I SCHWERKETTEN-PRIMER
  • Die zur Amplifikation der Mäuse-Kappa-Leichtketten-Sequenzen zum Aufbau der M131X11-Genbank verwendeten Primer sind in Tabelle II gezeigt. Diese Primer wurden daraufhin ausgewählt, Restriktionsstellen zu enthalten, die mit dem Vektor kompatibel und nicht in den konservierten Sequenzen der Mäuse-LeichtkettenmRNA vorhanden waren. Die Amplifikation wurde wie oben beschrieben in fünf separaten Reaktionen vorgenommen, von denen jede einen der 5'-Primer (Primer 3 bis 7; jeweils SEQ ID NRN. 20 bis 24) und einen der 3'-Primer (Primer 9; SEQ ID NR. 26) enthielt, die in Tabelle II aufgelistet sind. Der verbliebene 3'-Primer (Primer 8; SEQ ID NR. 25) wurde zur Konstruktion der Fv-Fragmente verwendet. Der unterstrichene Teil der 5'-Primer beschreibt eine Sac-I-Restriktionsstelle, während der der 3'-Primer eine Xba-I-Restriktionsstelle zur Klonierung der amplifizierten Fragmente in den M131X11-Vektor in einem zuvor festgelegten Leseraster für die Expression darstellt. TABELLE II LEICHTKETTEN-PRIMER
  • Die PCR-Amplifikation der Schwer- und Leichtketten-Fragmente wurde in einem 100-ul-Reaktionsgemisch vorgenommen, das die oben beschriebenen Produkte der reversen Transkriptionsreaktion enthielt ( 5 ug des cDNA-RNA-Hybrids), 300 nMol des 3'-VH-Primers (Primer 12, Tabelle I; SEQ ID NR. 17) und einen der 5'-VH-Primer (Primer 2 bis 9, Tabelle I; jeweils SEQ ID NRN. 7 bis 14) für die Schwerketten- Amplifikation, oder 300 nMol 3'-VL-Primer (Primer 9, Tabelle II; SEQ ID NR. 26) und einen der 5'-VL-Primer (Primer 3 bis 7, Tabelle II; jeweils SEQ ID NRN. 20 bis 24) für jede Leichtketten-Amplifikation, ein Gemisch von dNTP bei 200 mM, 50 mM KCl, 10 mM Tris-HCl (pH 8,3), 15 mM MgCl&sub2;, 0,1% Gelatine und zwei Einheiten einer Thermus aquaticus-DNA-Polymerase. Das Reaktionsgemisch wurde mit Mineralöl bedeckt und 40 Amplifikationszyklen unterzogen. Jeder Amplifikationszyklus umfasste eine Denaturierung bei 92ºC über 1 Minute hinweg, eine Vereinigung bei 52ºC über 2 Minuten hinweg und eine Verlängerung bei 72ºC über 1,5 Minuten hinweg. Die amplifizierten Proben wurden zweimal mit Phenol/CHCl&sub3; und einmal mit CHCl&sub3; extrahiert, mit Ethanol präzipitiert und bei -70ºC in 10 mM Tris-HCl, pH 7,5, 1 mM EDTA, gelagert. Die resultierenden Produkte wurden beim Aufbau der M131X30- und M131X11-Genbanken verwendet (siehe unten).
  • Vektor-Konstruktion
  • Zwei Vektoren auf M13-Basis, M131X30 (SEQ ID NR. 1) und M131X11 (SEQ ID NR. 2) wurden jeweils zur Klonierung und Vermehrung der Hc- bzw. Lc-Populationen der Antikörper-Fragmente konstruiert. Die Vektoren wurden so konstruiert, dass sie die zufällige Bindung und anschließende Oberflächenexpression der Antikörper- Fragment-Populationen erleichterten.
  • M131X30 (SEQ ID NR. 1) oder der Hc-Vektor wurde so konstruiert, dass er verschiedenartige Populationen der Hc-Antikörper-Fragmente beherbergte. M13mp19 (Pharmacia, Piscataway, NJ) stellte den Ausgangsvektor dar. Dieser Vektor wurde daraufhin modifiziert, zusätzlich zum kodierten Wildtyp-M13-Gen-VIII zu enthalten: (1) eine Pseudo-Wildtyp-Gen-VIII-Sequenz mit einem Amber-Stopcodon zwischen ihr und den Restriktionsstellen zur Klonierung der Oligonukleotide; (2) eine Stu-I- Restriktionsstelle zur Insertion der Sequenzen durch Hybridisation und Spe-I- und Xho-I-Restriktionsstellen im Raster mit dem Pseudo-Wildytp-Gen-VIII zur Klonierung der Hc-Sequenzen; (3) die zur Expression erforderlichen Sequenzen, wie zum Beispiel einen Promotor, eine Signal-Sequenz und Translations-Initiationssignale; (4) zwei Paare der Hind-III/Mlu-1-Stellen zur zufälligen Bindung der Hc- und Lc- Vektorabschnitte, und (5) verschiedene andere Mutationen zur Entfernung redundanter Restriktionsstellen und des Amino-terminalen Abschnitts von Lac Z.
  • Die Konstruktion von M131X30 wurde in vier Schritten vorgenommen. Beim ersten Schritt wurde ein Vektor auf M13-Basis konstruiert, der das Pseudo-gVlll und verschiedene andere Mutationen enthielt, nämlich M131X01F. Der zweite Schritt beinhaltete die Konstruktion einer kleinen Klonierstelle in einem separaten M13mp18-Vektor zum Erhalt von M131X03. Dieser Vektor wurde dann erweitert, um Expressionssequenzen und Restriktionsstellen für Hc-Sequenzen zum Erhalt von M131X04B zu enthalten. Der vierte und letzte Schritt umfasste den Einbau der neu konstruierten Sequenzen von M131X04B in M131X01F zum Erhalt vom M131X30.
  • Die Konstruktion von M131X01F involvierte zunächst die Erzeugung einer Pseudo- Wildtyp-gVIII-Sequenz zur Oberflächenexpression der Antikörper-Fragmente. Das Pseudo-Wildtyp-Gen kodiert für die identische Aminosäure-Dequenz mit der des Wildtyp-Gens; die Nukleotidsequenz wurde jedoch verändert, so dass lediglich eine 63%ige Identität zwischen diesem Gen und dem kodierten Wildtyp-Gen-VIII besteht. Die Modifikation der Gen-VIII-Nukleotidsequenz, wie zur Oberflächenexpression verwendet, vermindert die Möglichkeit der homologen Rekombination mit dem im gleichen Vektor enthaltenen Wildtyp-Gen-VIII. Darüber hinaus wurde das Wildtyp- M13-Gen-VIII im Vektorsystem zurückbehalten, um sicherzugehen, dass zumindest etwas funktionelles Nicht-Fusions-Hüllprotein erzeugt werden würde. Die Einbeziehung des Wildtyp-Gens-VIII erleichtert das Wachstum der Phagen unter Bedingungen, bei denen eine Oberflächenexpression der Polypeptide stattfindet, und vermindert dadurch die Wahrscheinlichkeit der Produktion nicht-lebensfähiger Phagen aus den Fusionsgenen.
  • Das Pseudo-Wildtyp-Gen VIII wurde durch chemische Synthese einer Reihe von Oligonukleotiden konstruiert, die für beide Stränge des Gens kodieren. Die Oligonukleotide sind in Tabelle III dargestellt. TABELLE III Pseudo-Wildtyp-Gen-VIII-Oligonukleotid-Reihe
  • Mit Ausnahme der terminale Oligonukleotide VIII 03 (SEQ ID NR. 27) und VIII 08 (SEQ ID NR. 32) wurden die obigen Oligonukleotide (Oligonukleotide VIII 04-07 (jeweils SEQ ID NR. 28 bis 31) und VIII 09-12 (jeweils SEQ ID NR. 33 bis 36)) zu jeweils 200 ng in 10 ul Endvolumen gemischt, mit T4-Polynukleotid-Kinase (Pharmacia) Hund 1 mM ATP bei 37ºC über 1 Stunde hinweg phosphoryliert, über 5 Minuten hinweg auf 70ºC erhitzt und durch Erhitzung auf 65ºC über 3 Minuten hinweg zur doppelsträngigen Form vereinigt, gefolgt von Abkühlung auf Raumtemperatur über einen Zeitraum von 30 Minuten hinweg. Die Reaktionen wurden mit 1,0 E der T4-DNA-Ligase (BRL) und 1 mM ATP bei Raumtemperatur über 1 Stunde hinweg behandelt, gefolgt von einer Erhitzung auf 70ºC über 5 Minuten hinweg. Die terminalen Oligonukleotide wurden dann zu den ligierten Oligonukleotiden vereinigt. Die vereinigten und ligierten Oligonukleotide ergaben eine doppelsträngige DNA, flankiert von einer Bam-HI-Stelle an ihrem 5'-Ende und durch eine Hind-III-Stelle an ihrem 3'-Ende. Ein Translations-Stopcodon (Amber) folgte unmittelbar auf die Bam-HI-Stelle. Die Gen-VIII-Sequenz begann mit dem Codon GAA (Glu), und zwar zwei Codone 3' zum Stopcodon gelegen. Das doppelsträngige Insert wurde im Raster mit den Eco-RI- und Sac-I-Stellen innerhalb des M13- Polylinkers kloniert. Um dies vorzunehmen, wurde M13mp19 mit Bam-HI (New England Biolabs, Beverly, MA) und Hind III (New England Biolabs) verdaut und bei einem Molverhältnis von 1 : 10 mit dem doppelsträngigen Insert kombiniert. Die Ligationen wurden bei Raumtemperatur über Nacht in 1 · Ligase-Puffer (50 mM Tris- HCl, pH 7,8, 10 mM MgCl&sub2;, 20 mM DTT, 1 mM ATP, 50 ug/ml BSA), enthaltend 1,0 E der T4-DNA-Ligase (New England Biolabs) vorgenommen. Das Ligationsgemisch wurde in einen Wirt übertragen und auf positive Klone unter Anwendung standardmäßiger Verfahrensweisen des Fachbereichs gescreent.
  • Verschiedene Mutationen wurden innerhalb des Konstrukts zum Erhalt des funktionellen M13IX01F erzeugt. Die Mutationen wurden unter Anwendung des Verfahrens von Kunkel et al., Meth. Enzymol. 154 : 367-382 (1987) für die sitedirected Mutagenese erzeugt. Die Reagentien, Stämme und Protokolle wurden aus einem Bio Rad-Mutagenese-Kit (Bio Rad, Richmond, CA) erhalten und die Mutagenese wie vom Hersteller empfohlen durchgeführt.
  • Zwei Fok-I-Stellen wurden aus dem Vektor entfernt, als auch die Hind-III-Stelle am Ende der Pseudo-Gen-VIII-Sequenz unter Verwendung der mutanten Oligonukleotide 5'-CATTTTTGCAGATGGCTTAGA-3' (SEQ ID NR. 37) und 5'-TAGCATTAA CGTC CAATA-3' (SEQ ID NR. 38). Außerdem wurden neue Hind-III und Mlu-1- Stellen an Position 3919 und 3951 von M131X01F eingeführt. Die für diese Mutagenese verwendeten Oligonukleotide wiesen die Sequenzen 5'-ATATATTTT AGTAAGCTTCATCTTCT-3' (SEQ ID NR. 39) bzw. 5'-GACAAAGAACGCGTGA AAACTTT-3' (SEQ ID NR. 40) auf. Der Amino-terminale Abschnitt des Lac Z wurde mittels Oligonukleotid-gerichteter Mutagenese unter Verwendung des mutanten Oligonukleotids 5'-GCGGGCC TCTTCGCTATTGCTTAAGAAGCCTTGCT-3' (SEQ ID NR. 41) deletiert. Beim Konstruieren der obigen Mutationen wurden Veränderungen an einer M13-kodierenden Region so vorgenommen, dass die Aminosäure-Sequenz unverändert blieb. Der resultierende Vektor, M131X01F, wurde im letzten Schritt zur Konstruktion von M131X30 verwendet (siehe unten).
  • Beim zweiten Schritt wurde M13mp18 zur Entfernung des 5'-Endes von Lac Z bis zur Lac-i-Bindungsstelle und einschließlich der Lac-Zribosomale Bindungsstelle und des Startcodons mutiert. Zusätzlich wurde der Polylinker entfernt und eine Mlu-I-Stelle in die kodierende Region von Lac Z eingeführt. Für diese Mutagenese wurde ein einzelnes Oligonukleotid verwendet, das die Sequenz 5'-AAACGACGGCCAGT GCCAAGTGACGCGTGTGAAATTGTTATCC-3' (SEQ ID NR. 42) aufwies. Restriktionsenzymstellen für Hind III und Eco RI wurden flussabwärts der Mlu-I-Stelle unter Verwendung des Oligonukleotids 5'-GGCGAAAGGGAATTCTGCAAGGCGATT AAG CTTGGGTAACGCC-3' (SEQ. ID Nr. 43) eingeführt. Diese Modifikationen des M13mp18 ergaben den Vorläufer-Vektor M131X03.
  • Die Expressionssequenzen und Klonierstellen wurden in M131X03 durch chemische Synthetisierung einer Reihe von Oligonukleotiden eingeführt, die für beide Stränge der gewünschten Sequenz kodieren. Die Oligonukleotide sind in Tabelle IV dargestellt. TABELLE IV M131X30-Oliaonukleotid-Reihe
  • Die obigen Oligonukleotide der Tabelle IV wurden, mit Ausnahme der terminalen Oligonukleotide 084 (SEQ ID NR. 44) und 085 (SEQ ID NR. 48) gemischt, phosphoryliert, vereinigt und zum Erhalt eines doppelsträngigen Inserts ligiert, wie in Beispiel 1 beschrieben. Anstelle einer direkten Klonierung in den intermediären Vektor wurde das Insert allerdings zunächst mittels PCR amplifiziert. Die terminalen Oligonukleotide wurden als Primer für die PCR verwendet. Oligonukleotid 084 (SEQ ID NO: 44) enthält eine Hind-III-Stelle, 10 Nukleotide nach innen gerichtet von seinem 5'-Ende aus, und Oligonukleotid 085 (SEQ ID NR. 48) weist eine Eco-RI- Stelle an seinem 5'-Ende auf. Auf die Amplifikation hin wurden die Produkte mit Hind III und Eco RI gespalten und, wie in Beispiel I beschrieben, in den Polylinker von mit denselben beiden Enzymen verdautem M13mp18 ligiert. Das resultierende doppelsträngige Insert enthielt eine ribosomale Bindungsstelle, ein Translations- Initiationscodon, gefolgt von einer Leitsequenz und drei Restriktionsenzymstellen zur Klonierung zufälliger Oligonukleotide (Xho I, Stu I, Spe I). Der intermediäre Vektor wurde mit M131X04 bezeichnet.
  • Während der Klonierung des doppelsträngigen Inserts wurde festgestellt, dass eines der GCC-Codone in Oligonukleotiden 028 und seinem Komplement in 031 deletiert waren. Da diese Deletion die Funktion nicht beeinträchtigte, fehlt der endgültigen Konstruktion eines der beiden GCC-Codone. Außerdem enthielt Oligonukleotid 032 (SEQ ID NR. 50) dort ein GTG-Codon, wo ein GAG-Codon erforderlich war. Die Mutagenese wurde unter Verwendung des Oligonukleotids 5'-TAACGGTAAGAG TGCCAGTGC-3' (SEQ ID NR. 52) zur Umwandlung des Codons zur gewünschten Sequenz vorgenommen. Der resultierende Vektor ist mit M131X04B bezeichnet.
  • Der dritte Schritt bei der Konstruktion von M131X30 involvierte die Insertion der Expressions- und Kloniersequenzen von M131X04B flussaufwärts des Pseudo- Wildtyp-gVIII in M131X01 F. Dies wurde durch Verdauung von M131X04B mit Dra III und Bam HI und Gelisolierung des Inserts von 700 Basenpaaren, das die Sequenzen von Interesse enthielt, erreicht. M13IX01 F wurde in ähnlicher Weise mit Dra III und Bam HI verdaut. Das Insert wurde mit dem doppelt verdauten Vektor bei einem Molverhältnis von 1 : 1 kombiniert und wie in Beispiel I beschrieben ligiert. Die Sequenz des abschließenden Konstrukts M131X30 ist in Abb. 2 gezeigt (SEQ ID NR. 1). In Abb. 1A ist auch M131X30 gezeigt, wobei jedes der zur Oberflächenexpression der Hc-Fragmente erforderlichen Elemente markiert ist. Während der Modifikation der Vektoren ist zu beachten, dass bestimmte Sequenzen von der veröffentlichten Sequenz von M13mp18 abwichen. Die neuen Sequenzen sind in die hierin berichteten Sequenzen eingebaut.
  • M131X11 (SEQ ID NR. 2) oder der Lc-Vektor wurden auf die Beherbergung verschiedenartiger Populationen der Lc-Antikörper-Fragmente hin konstruiert. Dieser Vektor wurde ebenfalls aus M13mp19 konstruiert und enthält: (1) zur Expression erforderliche Sequenzen, zum Beispiel einen Promotor, eine Signalsequenz und Translations-Initiationssignale; (2) eine Eco-RV-Restriktionsstelle zur Insertion der Sequenzen durch Hybridisierung und Sac I und Xba I-Restriktionsstellen zur Klonierung der Lc-Sequenzen; (3) zwei Paare der Hind-III/Mlu-I-Stellen zur zufälligen Bindung der Hc- und Lc-Vektorabschnitte, und (4) verschiedene andere Mutationen zur Entfernung redundanter Restriktionsstellen.
  • Die Expressionssequenzen, Translations-Initiationssignale, Klonierstellen und eine der Mlu-I-Stellen wurden durch Vereinigung überlappender Oligonukleotide konstruiert, wie oben beschrieben, um ein doppelsträngiges Insert zu erhalten, das eine 5'-Eco-RI-Stelle und eine 3'-Hind-III-Stelle enthielt. Die überlappenden Oligonukleotide sind in Tabelle V gezeigt und werden als ein doppelsträngiges Insert zwischen die Eco RI- und Hind III-Stellen von M13mp18 insertiert, wie für die in M131X03 insertierten Expressionssequenzen beschrieben. Die ribosomale Bindungsstelle (AGGAGAC) ist in Oligonukleotid 015 lokalisiert, und das Translationsinitiationscodon (ATG) besteht in den ersten drei Nukleotiden des Oligonukleotids 016 (SEQ ID NR. 55). TABELLE V Oligonukleotid-Reihe zur Konstruktion der Translations-Signale in M131X11
  • Oligonukleotid 017 (SEQ ID NR. 56) enthielt eine Sac-I-Restriktionsstelle 67 Nukleotide flussabwärts des ATG-Codons. Die natürlich vorkommende Eco-RI-Stelle wurde entfernt und neue Eco-RI- und Hind-III-Stellen flussabwärts des Sac I eingeführt. Oligonukleotide 5'-TGACTGTCTCCTTGGCGTGTGAAATTGTTA-3' (SEQ ID NR. 63) und 5'-TAACACTCATTCCGGATGGAATTCTGGAGTCTGGGT-3' (SEQ ID NR. 64) wurden jeweils zur Schaffung jeder der Mutationen verwendet. Die Lac-Zribosomale Bindungsstelle wurde entfernt, wenn die ursprüngliche Eco-RI-Stelle in M13mp19 mutiert war. Außerdem wurde, als die neuen Eco-RI- und Hind-III-Stelle geschaffen waren, eine spontane 100-bp-Deletion direkt 3' zu diesen Stellen gefunden. Da die Deletion die Funktion nicht beeinträchtigt, wurde sie im endgültigen Vektor beibehalten.
  • Zusätzlich zu den obigen Mutationen wurde eine Vielzahl weiterer Modifikationen zur Aufnahme oder Entfernung bestimmter Sequenzen vorgenommen. Die zur Ligation des doppelsträngigen Inserts verwendete Hind-III-Stelle wurde mit dem Oligonukleotid 5'-GCCAGTGCCAAGTGACGCGTTCTA-3' (SEQ ID NR. 65) entfernt. Zweite Hind-III- und Mlu-I-Stellen wurden an Positionen 3922 bzw. 3952 unter Verwendung der Oligonukleotide 5'-ATATATTTTAGTAAGCTTCATCTTCT-3' (SEQ ID NR. 66) für die Hind-III-Mutagenese und 5'-GACAAAGAACGCGTGAAAACTTT-3' (SEQ ID NR. 67) für die Mlu-I-Mutagenese eingeführt. Auch hier veränderten Mutationen innerhalb der kodierenden Region die Aminosäuresequenz nicht.
  • Die Sequenz des resultierenden Vektors, M131X11, ist in Abb. 3 gezeigt (SEQ ID NR. 2). In Abb. 1B ist außerdem M131X11 gezeigt, bei dem jedes der Elemente markiert ist, die zum Aufbau einer Oberflächenexpressions-Genbank zwischen Lc-Fragmenten erforderlich sind.
  • Aufbau der Genbank
  • Jede Population der mittels der oben genannten PCR synthetisierten Hc- und Lc- Sequenzen wurde separat in M131X30 bzw. M131X11 zur Schaffung von Hc- und Lc- Banken kloniert.
  • Die Hc- und Lc-Produkte (5 ug) wurden gemischt, mit Ethanol präzipitiert und in 20 ul NaOAc-Puffer (33 mM Tris-Acetat, pH 7,9, 10 mM Mg-Acetat, 66 mM K-Acetat, 0,5 mM DTT) resuspendiert. Fünf Einheiten der T4-DNA-Polymerase wurden zugegeben und die Reaktionen bei 30ºC über 5 Minuten hinweg zur Entfernung der 3'-Termini durch Exonuklease-Verdau inkubiert. Die Reaktionen werden durch Erhitzung bei 70ºC über 5 Minuten hinweg zum Stopp gebracht. M131X30 wird mit Stu I verdaut, und M131X11 wird mit Eco RV verdaut. Beide Vektoren wurden wie oben beschrieben mit T4-DNA-Polymerase behandelt und mit den geeigneten PCR- Produkten bei einem Molverhältnis von 1 : 1 bei 10 ng/pl zur Vereinigung in obigem Puffer bei Raumtemperatur über Nacht kombiniert. Die DNA aus jeder Vereinigung wird in MK30-3 (Boehringer, Indianapolis, IN) wie oben beschrieben zur Schaffung der Hc- und Lc-Banken elektroporiert.
  • E. coli MK30-3 wurde wie von Smith et al., Focus 12: 38-40 (1990) beschrieben elektroporiert, welche Beschreibung hierin durch Bezugnahme mit aufgenommen ist. Die Zellen wurden durch Einimpfen einer frischen Kolonie von MK30-3 in 5 ml SOB ohne Magnesium (20 g Bactotrypton, 5 g Bacto-Hefeextrakt, 0,584 g NaCl, 0,186 g KCl, dH&sub2;O auf 1.000 ml) und Züchten unter kräftiger Belüftung über Nacht bei 37ºC präpariert. SOB ohne Magnesium (500 ml) wurde bei 1 : 1000 mit der über Nacht stehengelassenen Kultur beimpft und unter kräftiger Belüftung bei 37ºC gezüchtet, bis der OD&sub5;&sub5;&sub0; 0,8 betrug (etwa 2 bis 3 Stunden). Die Zellen wurden durch Zentrifugieren bei 5000 UpM (2.600 · g) in einem GS3-Rotor (Sorvall, Newton, CT) bei 4ºC über 10 Minuten hinweg abgeerntet, in 500 ml eiskaltem 10%igem (Vol/Vol) sterilem Glycerin resuspendiert, zentrifugiert und ein zweites Mal in derselben Weise resuspendiert. Nach einer dritten Zentrifugation wurden die Zelten in 10%igem sterilem Glycerin bei einem Endvolumen von etwa 2 ml resuspendiert, so dass der OD&sub5;&sub5;&sub0; der Suspension 200 bis 300 betrug. Gewöhnlich wird die Resuspension im 10 %igem Glycerin erreicht, das in der Flasche nach Abgießen des Überstands verbleibt. Die Zellen wurden in Teilmengen von 40 ul in Mikrozentrifugierröhrchen unter Verwendung eines Trockeneis-Ethanolbades eingefroren und bei -70ºC gefriergelagert.
  • Die gefrorenen Zellen wurden durch langsames Auftauen an Eis vor Verwenden elektroporiert und mit etwa 10 pg bis 500 ng Vektor pro 40 ul der Zellsuspension vermischt. Eine Teilmenge von 40 ul wurde in eine 0,1-cm-Elektroporationskammer (Bio-Rad, Richmond, CA) eingebracht und einmal bei 0ºC unter Verwendung eines 4 kΩ Parallelresistors 25 uF, 1,88 KV, pulsiert, was eine Pulslänge (τ) von 4 ms ergab. Eine Teilmenge von 10 ul der pulsierten Zellen wurde in 1 ml SOC (98 ml SOB plus 1 ml an 2 M MgCl&sub2; und 1 ml an 2 M Glucose) in einem 12- · 75-mm- Kulturröhrchen verdünnt und die Kultur bei 37º über 1 Stunde hinweg vor Züchtung in selektiven Medien geschüttelt (siehe unten).
  • Jede der Genbanken wird unter Anwendung der den Fachleuten des Bereichs bekannten Methoden gezüchtet. Diese Methoden sind zu finden bei Sanbrook et al., Molecular Cloning: A Laboratory Manuel, Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor, 1989, und in Ausubel et al., Current Protocols in Molecular Biology, John Wiley and Sons, New York, 1989, die beide hierin durch Bezugnahme mit aufgenommen sind. Kurz gesagt wurden obige 1-ml-Genbank-Kulturen gezüchtet, indem sie auf das 50-fache in 2XYT-Medien (16 g Trypton, 10 g Hefeextrakt, 5 g NaCl) verdünnt und bei 37ºC über 5 bis 8 Stunden hinweg gezüchtet wurden. Die Bakterien wurden mittels Zentrifugation bei 10.000 · g pelletiert. Der Überstand, enthaltend die Phagen, wird in ein steriles Röhrchen übertragen und bei 4ºC gelagert.
  • Doppelsträngige Vektor-DNA, enthaltend Hc- und Lc-Antikörper-Fragmente, wurden aus dem Zell-Pellet jeder Genbank isoliert. Kurz gesagt wurde das Pellet in TE (10 mM Tris, pH 8,0, 1 mM EDTA) gewaschen und mittels Zentrifugation bei 7.000 UpM für 5' in einer Sorval-Zentrifuge (Newtown, CT) wieder abgesammelt. Das Pellet wurde in 6 ml an 10% Sucrose, 50 mM Tris, pH 8,0 resuspendiert. 3,0 ml an 10 mg/pl Lysozyn wurde zugegeben und auf Eis über 20 Minuten hinweg inkubiert. 12 ml an 0,2 M NaOH, 1% SDS wurden zugegeben, gefolgt von 10 Minuten auf Eis. Die Suspensionen wurden dann auf Eis über 20 Minuten hinweg nach Zugabe von 7,5 ml an 3 M NaOAc, pH 4,6, inkubiert. Die Proben wurden bei 15.000 UpM über 15 Minuten hinweg bei 4ºC zentrifugiert, RNasiert und mit PhenollChloroform extrahiert, gefolgt von einer Ethanol-Präzipitation. Das Pellet wurde resuspendiert, gewogen und eine gleiche Gewichtsmenge an CsCl&sub2; in jedem Röhrchen gelöst, bis eine Dichte von 1,60 g/ml erreicht war. EtBr wurde 600 ug/ml zugegeben und die doppelsträngige DNA durch Gleichgewichts-Zentrifugration in einem TV-1665-Rotor (Sorval) bei 50.000 UpM über 6 Stunden hinweg isoliert. Diese DNAs aus den Unterbanken jeder rechten und linken Hälfte wurden zur Erzeugung von 40 Genbanken verwendet, bei denen die rechten und linken Hälften der randomisierten Oligonukleotide willkürlich zusammengebracht wurden.
  • Die Oberflächenexpressions-Genbank wird durch Zufallsbindung des Hc-haltigen Abschnitts von M131X30 mit dem Lc-haltigen Abschnitt von M131X11 gebildet. Die aus jeder Genbank isolierten DNAs wurden separat mit einer Überschußmenge an Restriktionsenzym verdaut. Die Lc-Population (5 ug) wird mit Hind III verdaut. Die Hc- (5 ug)-Population wird mit Mlu I verdaut. Die Reaktionen wurden durch Phenol/Chloroform-Extraktion zum Stopp gebracht, woraufhin eine Ethanol- Präzipitation erfolgte. Das Pellet wurde in 70% Ethanol gewaschen und in 20 ul NaOAc-Puffer resuspendiert. Fünf Einheiten der T4-DNA-Polymerase (Pharmacia) wurden zugegeben und die Reaktionen bei 30ºC über 5 Minuten hinweg inkubiert. Die Reaktionen wurden durch Erhitzung auf 70ºC über 5 Minuten hinweg zum Stopp gebracht. Die Hc- und Lc-DNAs wurden zu einer Endkonzentration von 10 ng von jedem Vektor/pl gemischt und bei Raumtemperatur über Nacht vereinigt. Das Gemisch wurde in MK30-3-Zellen wie oben beschrieben elektroporiert.
  • Screening der Oberflächenexpressions-Genbanken
  • Gereinigte Phagen wurden aus 50-ml-Flüssigkulturen von XL1 BIueTM-Zellen (Stratagene, La Jolla, CA) präpariert, die bei einem m.o.i. von 10 aus den bei 4ºC gelagerten Phagen-Vorräten infiziert worden waren. Die Kulturen wurden mit 2 mM IPTG induziert. Die Überstände wurden mittels zweier Zentrifugationen geklärt und die Phagen durch Zugabe von 1/7,5 Volumina der PEG-Lösung (25% PEG-8000, 2,5 M NaCl) präzipitiert, gefolgt von einer Inkubation bei 4ºC über Nacht. Das Präzipitat wurde durch Zentrifugation über 90 Minuten hinweg bei 10.000 · g rückgewonnen. Das Phagen-Pellet wurde in 25 ml an 0,01 M Tris-HCl, pH 7,6, 1,0 mM EDTA und 0,1% Sarkosyl resuspendiert und dann bei Raumtemperatur über 30 Minuten hinweg langsam gerüttelt. Die Lösungen wurden auf 0,5 M NaCl und eine Endkonzentration von 5% Polyethylenglykol eingestellt. Nach 2 Stunden bei 4ºC wurden die Präzipitate, die die Phagen enthielten, durch Zentrifugation über 1 Stunde hinweg bei 15.000 · g rückgewonnen. Die Präzipitate wurden in 10 ml NET-Puffer (0,1 M NaCl, 1,0 mM EDTA und 0,01 M Tris-HCl, pH 7,6) resuspendiert, gut vermischt und die Phagen mittels Zentrifugation bei 170.000 · g über 3 Stunden hinweg repelletiert. Das Phagen-Pellet wurde über Nacht in 2 ml NET-Puffer resuspendiert und einer Cäsiumchlorid-Zentrifugation über 18 Stunden hinweg bei 110.000 · g unterzogen (3,86 g Cäsiumchlorid in 10 ml Puffer). Die Phagen-Bande wurden abgesammelt, mit NET-Puffer siebenfach verdünnt, bei 170.000 · g über 3 Stunden hinweg rezentrifugiert, resuspendiert und bei 4ºC in 0,3 ml NET-Puffer, enthaltend 0,1 mM Natriumazid, gelagert.
  • Das BDP, das zum Panning auf mit Streptavidin beschichtete Schalen verwendet wurde, wurde zunächst biotinyliert und dann gegen UV-inaktivierte Blockierphagen absorbiert (siehe unten). Die biotinylierten Reagentien wurden in Dimethylformamid bei einem Verhältnis von 2,4 mg festem NHS-SS-Bioton (Sulfosuccinimidyl-2- (biotinamido)ethyl-1,3'-dithiopropionat; Pierce, Rockford, IL) zu 1 ml Lösungsmittel gelöst und wie durch den Hersteller empfohlen verwendet. Reaktionen in kleinem Maßstab wurden durch Mischen von 1 ul gelöstem Reagenz mit 43 ul an 1 mg/ml BDP, verdünnt in sterilem Bicarbonat-Puffer (0,1 M NaHCO&sub3;, pH 8,6) erreicht. Nach zwei Stunden bei 25ºC wurde das restliche biotinylierte Reagenz mit 500 ul an 1 M Ethanolamin (pH eingestellt auf 9 mit HCl) über weitere 2 Stunden hinweg umgesetzt. Die gesamte Probe wurde mit 1 ml TBS, enthaltend 1 mg/ml BSA, verdünnt, aus etwa 50 ul auf einem Centricon-30-Ultrafilter (Amicon) konzentriert und auf demselben Filter dreimal mit 2 ml TBS und einmal mit 1 ml TBS, enthaltend 0,02 % NaN3 und 7 · 10¹² UV-inaktivierte Blockierphagen (siehe unten) gewaschen; das endgültige Retentät (60-80 ul) wurde bei 4ºC gelagert. Mit dem NHS-SS-Biotin- Reagenz biotinyliertes BDP wurde an Biotin über eine Disulfid-haltige Kette geknüpft.
  • UV-bestrahlte M13-Phagen wurden zur Blockierung jeglichen biotinylierten BDPs verwendet, das filamentöse Phagen ganz allgemein zufällig bindet. M13mp8 (Messing und Vieira, Gene 19 : 262-276 (1982)) wurde gewählt, da er zwei Amber- Mutationen trägt, was gewährleistet, daß die wenigen die Bestrahlung überlebenden Phagen nicht in den Sub-O-Stämmen wachsen, die zum Titern der Oberflächenexpressions-Genbank verwendet wurden. Eine 5-ml-Probe, enthaltend 5 · 10¹³ wie oben beschrieben gereinigte M13mp8-Phagen, wurde in eine kleine Petri-Schale eingebracht und mit einer keimtötenden Lampe in einem Abstand von zwei Fuß über 7 Minuten hinweg (Flux 150 uW/cm²) bestrahlt. NaN&sub3; wurde auf 0,02% zugegeben und die Phagen-Partikel auf 10&sup4; Partikel/ml auf einem Centricon-30-kDA-Ultrafilter (Amicon) konzentriert.
  • Für das Panning wurden Polystyrol-Petri-Schalen (60 · 15 mm) mit 1 ml an 1 mg/ml Streptavidin (BRL) in 0,1 M NaHCO&sub3;, pH 8,6, 0,02% NaN&sub3; in einer kleinen, luftdichten Kunststoffbox über Nacht in einem kalten Raum inkubiert. Am nächsten Tag wurde das Streptavidin entfernt und durch mindestens 10 ml Blockierlösung (29 mg/ml BSA; 3 ug/ml Streptavidin; 0,1 M NaHCO&sub3;, pH 8,6, 0,02% NaN&sub3;) ersetzt und mindestens 1 Stunde lang bei Raumtemperatur inkubiert. Die Blockierlösung wurde entfernt und die Schalen dreimal schnell mit Tris-gepufferter Kochsalzlösung, enthaltend 0,5% Tween 20 (TBS-0,5% Tween 20), gewaschen.
  • Die Auswahl der Antikörper-Fragmente-exprimierenden Phagen, die BDP binden, wurde mit 5 ul (2,7 ug BDP) blockiertem biotinyliertem BDP vorgenommen, das mit einer 50-ul-Portion der Bank umgesetzt worden war. Jedes Gemisch wurde über Nacht bei 4ºC inkubiert, mit 1 ml TBS-0,5% Tween 20 verdünnt und auf eine mit Streptavidin beschichtete Petri-Schale übertragen, die wie oben beschrieben präpariert worden war. Nach 10 minütigem Rütteln bei Raumtemperatur wurden die ungebundenen Phagen entfernt und die Schalen zehnmal mit TBS-0,5% Tween 20 über einen Zeitraum von 30-90 Minuten hinweg gewaschen. Die gebundenen Phagen wurden von den Schalen mit 800 ul sterilem Elutions-Puffer (1 mg/ml BSA, 0,1 M HCl, pH-Wert eingestellt auf 2, 2 mit Glycerin) über 15 Minuten hinweg eluiert und die Eluate mit 48 ul an 2 M Tris (pH nicht eingestellt) neutralisiert. Eine 20-ul- Portion jedes Eluats wurde auf MK30-3-konzentrierte Zellen bei Verdünnungen der eingesetzten Phagen getitert.
  • Eine zweite Runde des Pannings wurde durch Behandeln von 750 ul des ersten Eluat aus der Bank mit 5 mM DTT über 10 Minuten hinweg vorgenommen, um die Disulfid-Bindungen aufzubrechen, die die Biotingruppen an restliche biotinylierte Bindungsproteine knüpften. Das behandelte Eluat wurde auf einem Centricon-30- Ultrafilter (Amicon) konzentriert, dreimal mit TBS-0,5% Tween 20 gewaschen und auf ein Endvolumen von etwa 50 ul konzentriert. Das endgültige Retentat wurde in ein Röhrchen übertragen, das 0,5 ul (2,7 ug BDP) blockiertes biotinylierles BDP enthielt, und über Nacht inkubiert. Die Lösung wurde mit 1 ml TBS-0,5% Tween 20 verdünnt, gepannt und wie oben beschrieben auf frischen, mit Streptavidin beschichteten Petri-Schalen eluiert. Das gesamte zweite Eluat (800 ul) wurde mit 48 ul an 2 M Tris neutralisiert und 20 ul gleichzeitig mit dem ersten Eluat und den Verdünnungen der eingesetzten Phagen getitert. Sofern erforderlich, wurden weitere Panning-Runden zum Erhalt homogener Phagen-Populationen vorgenommen. Darüber hinaus können die Phagen von Plaque gereinigt werden, sofern Reagentien zum Nachweis zur Verfügung stehen.
  • Matrizen-Präparation und Sequenzierung
  • Es wurden Matrizen zur Sequenzierung hergestellt, indem 1 ml Kultur des 2XYT, enthaltend eine 1 : 100-Verdünnung einer über Nacht stehengelassenen Kultur des XL1 mit einem einzelnen Plaque aus der gereinigten Population beimpft wurde. Die Plaque wurden unter Verwendung eines sterilen Zahnstochers entnommen. Die Kultur wurde bei 37ºC über 5-6 Stunden hinweg unter Schütteln inkubiert und dann in ein 1,5-ml-Mikrofugierröhrchen übertragen. 200 ul der PEG-Lösung wurden zugegeben, gefolgt von Verwirbeln und Plazieren auf Eis über 10 Minuten hinweg. Das Phagen-Präzipitat wurde durch Zentrifugation in einer Mikrofuge bei 12.000 · g über 5 Minuten hinweg rückgewonnen. Der Überstand wurde entsorgt und das Pellet in 230 ul TE (10 mM Tris-HCl, pH 7,5, 1 mM EDTA) durch leichtes Pipettieren mit einer gelben Pipettenspitze resuspendiert. Phenol (200 ul) wurde zugegeben, gefolgt von eine kurzen Verwirbelung, und zur Abtrennung der Phasen mikrofugiert. Die wässrige Phase wurde in ein separates Röhrchen eingebracht und mit 200 ul Phenol/Chloroform (1 : 1) extrahiert, wie oben für die Phenol-Extraktion beschrieben. Ein 0,1-Volumen an 3 M NaOAc wurde zugegeben, gefolgt von Zugabe von 2,5 Volumina an Ethanol, und bei -20ºC über 20 Minuten hinweg ausgefällt. Die präzipitierten Matrizen wurden mittels Zentrifugation in einer Mikrofuge bei 12.000 · g über 8 Minuten hinweg rückgewonnen. Das Pellet wurde in 70% Ethanol gewaschen, getrocknet und in 25 ul TE resuspendiert. Die Sequenzierung wurde unter Verwendung eines SequenaseTM-Sequenzier-Kits gemäß dem vom Hersteller (U.S. Biochemical, Cleveland, OH) mitgelieferten Frotokolls vorgenommen.
  • BEISPIEL II Klonierung der Schwer- und Leichtketten-Sequenzen ohne Restriktionsenzym-Verdau
  • In diesem Beispiel ist der gleichzeitige Einbau der Schwer- und Leichtketten- Antikörper-Fragment-kodierenden Sequenzen in einen Vektor vom Typ M131XHL unter Verwendung von Restriktionsendonukleasen gezeigt.
  • Für den gleichzeitigen Einbau der Schwer- und Leichtketten-kodierenden Sequenzen in einen einzigen Koexpressionsvektor wurde ein M131XHL-Vektor erzeugt, der Schwer- und Leichtketten-kodierende Sequenzen für einen monoklonalen Maus- Antikörper (DAN-18H4; Biosite, San Diego, CA) enthielt. Die insertierten Anitkörper- Fragment-Sequenzen wurden als komplementäre Sequenzen für die Hybridisierung und den Einbau der Hc- und Lc-Sequenzen durch sitedirected Mutagenese verwendet. Die für die Schwer- und Leichtketten-Polypeptide kodierenden Gene wurden in M131X30 (SEQ ID NR. 1) bzw. M131X11 (SEQ ID NR. 2) insertiert und in einem einzelnen Oberflächenexpressionsvektor kombiniert, wie in Beispiel 1 beschrieben. Der resultierende Vektor vom Typ M131XHL wurde mit M131X50 bezeichnet.
  • Die Kombinationen wurden unter Bedingungen vorgenommen, die die Bildung einer Hc- und einer Lc-Vektorhälfte zu einem einzigen zirkularisierten Vektor erleichterte. Kurz gesagt waren die zwischen den Paaren der Restriktionsstellen erzeugten Überhänge nach Restriktion mit Mlu I oder Hind III und Exonuklease-Verdau ungleich (d. h. 64 Nukleotide gegenüber 32 Nukleotiden). Diese ungleichen Längen ergeben differentielle Hybridisierungstemperaturen für spezifische Vereinigungen der komplementären Enden jedes Vektors. Die spezifische Hybridisierung jedes Endes jeder Vektorhälfte wurde erreicht, indem zunächst bei 65ºC in einem kleinen Volumen (etwa 100 ug/pl) zum Erhalt eines Dimers einer Hc-Vektorhälfte und einer Lc-Vektorhälfte vereinigt wurde. Die Dimeren wurden durch Verdünnung des Gemischs (auf etwa 20 ug/pl) und Herabsetzen der Temperatur auf etwa 25-37ºC, um die Vereinigung zu ermöglichen, zirkularisiert. Die T4-Ligase war zur kovalenten Schließung der zirkulären Vektoren vorhanden.
  • M131X50 wurde so modifiziert, dass es kein funktionelles Polypeptid für den DNAmonoklonalen Antikörper produzierte. Um dies vorzunehmen, wurden etwa acht Aminosäuren innerhalb der variablen Region jeder Kette durch Mutagenese ausgetauscht. Die Lc-variable Region wurde unter Verwendung des Oligonukleotids 5'-CTGAACCTGTCTGGGACCACAGTTGATGCTATAGGATCAGATCTAGAATTCA TTTAGAGACTGGCCTGGCTTCTGC-3' (SEQ ID NR. 68) mutagenisiert. Die Hc- Sequenz wurde mit dem Oligonukleotid 5'-TCGACCGTTGGTAGGAATAATGCAA TTAAT GGAGTAGCTCTAAATTCAGAATTCATCTACACCCAGTGCATCCAGTA GCT-3' (SEQ ID NR. 69) mutagenisiert. Eine weitere Mutation wurde ebenfalls in M131X50 zum Erhalt der endgültigen Form des Vektors eingeführt. Während der Konstruktion eines Intermediats zu M131X50 (M131X04, wie in Beispiel I beschrieben) wurden sechs Nukleotidsequenzen in Oligonukleotid 027 und dessen Komplement 032 dupliziert. Diese Sequenz, 5'-TTACCG-3', wurde durch Mutagenese unter Verwendung des Oligonukleotids 5'-GGTAAACAGTAACGGTAAGAGTGCCAG-3' (SEQ ID NR. 70) deletiert. Der resultierende Vektor wurde mit M131X53 bezeichnet.
  • M131X53 kann als eine einzelsträngige Form erzeugt werden und enthält all die funktionellen Elemente des zuvor beschriebenen M131XHL-Vektors, davon abgesehen, dass er nicht die funktionellen Antikörper-Heteromere exprimiert. Der einzelsträngige Vektor kann an Populationen einzelsträngiger Hc- und Lckodierender Sequenzen für deren Einbau in den Vektor mittels Mutagenese hybridisiert werden. Die Populationen der einzelsträngigen Hc- und Lc-kodierenden Sequenzen können von einem Fachmann des Bereichs aus den PCR-Produkten erzeugt werden, wie in Beispiel I beschrieben, oder können mittels anderer, den Fachleuten des Bereichs bekannten Methoden unter Anwendung der darin beschriebenen Primer und Lehren hergestellt werden. Die resultierenden Vektoren mit den zufällig eingebauten Hc- und Lc-kodierenden Sequenzen werden vermehrt und auf die gewünschten Bindungsspezifitäten wie in Beispiel I beschrieben gescreent.
  • Weitere Vektoren, die dem M131X53 und den Vektoren, von denen er abstammt, nämlich M131X11 und M131X30, ähnlich sind, wurden ebenfalls zum Einbau von Hc- und Lc-kodierenden Sequenzen ohne Restriktion erzeugt. Im Gegensatz zu M131X53 enthalten diese Vektoren humane Antikörper-Sequenzen für die wirksame Hybridisierung und den Einbau der Populationen der humanen Hc- und Lc-Sequenzen. Diese Vektoren werden nachfolgend kurz beschrieben. Die Ausgangsvektoren waren entweder der Hc-Vektor (M131X30) oder der Lc-Vektor (M131X11), wie zuvor beschrieben.
  • M131X32 wurde aus M131X30 durch Entfernung der oben beschriebenen sechs Nukleotide redundanten Sequenz 5'-TTACCG-3' und Mutation der Leitsequenz zur Erhöhung der Sekretion an Produkt erzeugt. Das zur Entfernung der redundanten Sequenz verwendete Oligonukleotid ist dasselbe wie oben angegeben. Die Mutation der Leitsequenz wurde unter Verwendung des Oligonukleotids 5'-GGGCTTTTGC CACAGGGGT-3' erzeugt. Diese Mutagenese führte dazu, dass der A-Rest bei Position 6353 von M131X30 zu einem G-Rest ausgetauscht wurde.
  • Eine Dekapeptid-Markierung für die Affinitätsreinigung der Antikörper-Fragmente wurde in den korrekten Leserraster am Carboxy-terminalen Ende der Hc- Expressionsstelle in M131X32 eingebaut. Das für diese Mutagenese verwendete Oligonukleotid war 5'-CGCCTTCAGCCTAAGAAGCGTAGTCCGGAACGTCG TACGGGTAGGATC CACTAG-3' (SEQ ID NR. 71). Der resultierende Vektor wurde mit M131X33 bezeichnet. Modifikationen an diesem oder anderen Vektoren sind vorstellbar, die verschiedene, den Fachleuten des Bereichs bekannte Merkmale umfassen. Zum Beispiel kann eine Peptidase-Spaltstelle im Anschluß an den Decapeptid-Marker eingebaut werden, der die Spaltung des Antikörpers vom Gen VIII-Abschnitt des Fusionsproteins ermöglicht.
  • M131X34 (SEQ ID NR. 3) wurde als M131X33 durch Klonieren in das Gen geschaffen, das für eine humane IgG1-Schwerkette kodiert. Der Leseraster der variablen Region wurde ausgetauscht und ein Stopcodon eingeführt, um sicherzugehen, dass kein funktionelles Polypeptid erzeugt werden würde. Das für die Mutagenese der variablen Region verwendete Oligonukleotid war 5'-CACCGGTTCGGGGAATTAGT CTTGACCAGGCAGCCCAGGGC-3' (SEQ ID NR. 72). Die vollständige Nukleotidsequenz dieses Vektors ist in Abb. 4 gezeigt (SEQ ID NR. 3).
  • Mehrere Vektoren der M131X11-Reihe wurden ebenfalls so erzeugt, dass sie ähnliche Modifikationen wie für die Vektoren M131X53 und M131X34 beschrieben enthielten. Die Promotor-Region in M131X11 wurde so mutiert, dass sie der 35- Konsensus-Sequenz entsprach, um M131X12 zu erzeugen. Das für diese Mutagenese verwendete Oligonukleotid war 5'-ATTCCACACATTATACGAGCCGGAAGCAT AAAGTGTCAAGCCTGGGGTGCC-3' (SEQ ID NR. 73). Eine humane Kappa-Leichtkeifen-Sequenz wurde in M131X12 kloniert und die variable Region anschließend zum Erhalt von M131X13 (SEQ ID NR. 4) deletiert. Die vollständige Nukleotidsequenz dieses Vektors ist in Abb. 5 gezeigt (SEQ ID NR. 4). Ein ähnlicher Vektor, bezeichnet als M131X14, wurde ebenfalls erzeugt, bei dem die humane Lambda- Leichtkette in M131X12 insertiert wurde, gefolgt von der Deletion der variablen Region. Die für die Deletion der variablen Region von M131X13 und M131X14 verwendeten Oligonukleotide waren 5'-CTGCTCATCAGATGGCGGGAAGAGGT CGGCCATGGCTGGTTG-3' (SEQ ID NR. 74) bzw. 5-GAACAGAGTGACCGAGG GGGCGAGCTCGGCCATGGCTGGTTG-3' (SEQ ID NR. 75).
  • Die Hc- und Lc-Vektoren oder deren modifizierte Formen können unter Anwendung der in Beispiel 1 beschriebenen Methoden zum Erhalt eines einzelnen Vektors kombiniert werden, der M131X53 ähnlich ist und den wirksamen Einbau der humanen Hc- und Lc-kodierenden Sequenzen durch Mutagenese ermöglicht. Ein Beispiel eines solchen Vektors stellt die Kombination von M131X13 mit M131X34 dar. Die vollständige Nukleotidsequenz dieses Vektors, M131X60, ist in Abb. 6 gezeigt (SEQ ID NR. 5).
  • Zusätzliche Modifikationen an jedem der zuvor beschriebenen Vektoren können ebenfalls vorgenommen werden, um Vektoren zu erhalten, die den wirksamen Einbau und die Oberflächenexpression der Hc- und Lc-Sequenzen ermöglichen. Zum Beispiel können zur erleichterten Anwendung der Uracil-Selektion gegen eine Wildtyp-Matrize während der Mutagenese-Verfahren die variablen Region-Lokationen innerhalb des Vektors durch einen Satz palindromer Restriktionsenzymstellen ersetzt werden (d. h. zwei ähnliche Stellen in entgegengesetzter Orientierung). Die palindromen Stellen stehen dann über und hybridisieren während der Mutagenese aneinander, wobei sie ein doppelsträngiges Substrat für den Restriktionsendonuklease-Verdau bilden. Die Spaltung der Stelle führt zur Zerstörung der Wildtyp- Matrize. Die variable Region der insertierten Hc- oder Lc-Sequenzen wird nicht beeinträchtigt, da diese in einzelsträngiger Form vorliegen.
  • Gemäß den Methoden aus Beispiel I können einzelsträngige Hc- oder Lc-Populationen mittels einer Vielfalt von den Fachleuten des Bereichs bekannten Methoden erzeugt werden. Zum Beispiel können die in Beispiel I beschriebenen PCR-Primer bei der asymmetrischen PCR zur Erzeugung solcher Populationen Verwendung finden. (Gelfand et al., "PCR Protocols: A Guide to Methods and Applications", Hrg. M. A. Innis (1990)). Bei der asymmetrischen PCR handelt es sich um ein PCR-Verfahren, das lediglich einen einzelnen Strang der doppelsträngigen Matrize differentiell amplifiziert. Solch eine differentielle Amplifikation wird durch Reduzierung der Primer- Menge für den unerwünschten Strang um etwa ein Zehntel gegenüber der des erwünschten Strangs erreicht. Alternativ dazu können einzelsträngige Populationen aus doppelsträngigen PCR-Produkten erzeugt werden, die wie in Beispiel I beschrieben geschaffen wurden, außer dass der/die zur Erzeugung des unerwünschten Strangs der doppelsträngigen Produkte verwendeten Primer zunächst an ihrem/n 5'-Endeln mit einer Kinase phosphoryliert wurde(n). Die resultierenden Produkte können dann mit einer 5'→3' Exonuklease behandelt werden, zum Beispiel einer Lambda-Exonuklease (BRL, Bethesda, MD), um den unerwünschten Strang wegzuverdauen.
  • Die mittels der oben beschriebenen Methoden oder mittels anderer, den Fachleuten des Bereichs bekannter Methoden erzeugten einzelsträngigen Hc- und Lc-Populationen werden zu komplementären Sequenzen hybridisiert, die in den zuvor beschriebenen Vektoren kodiert sind. Die Population der Sequenzen wird anschließend in eine doppelsträngige Form des Vektors durch Polymerase-Extension der hybridisierten Matrizen eingebaut. Die Vermehrung und Oberflächenexpression der zufallskombinierten Hc- und Lc-Sequenzen wird wie in Beispiel I gezeigt vorgenommen.
  • SEQUENZLISTE (1) ALLGEMEINE INFORMATION:
  • (i) ANMELDER: HUSE, WILLIAM D.
  • (ii) TITEL DER ERFINDUNG: OBERFLÄCHENEXPRESSIONS-GENBANKEN VON HETEROMEREN REZEPTOREN
  • (iii) ANZAHL DER SEQUENZEN: 75
  • (iv) KORRESPONDENZADRESSE:
  • (A) ADRESSAT: PRETTY, SCHROEDER, BRUEGGEMANN & CLARK
  • (B) STRAßE: 444 SO. FLOWER STREET, SUITE 200
  • (C) STADT: LOS ANGELES
  • (D) STAAT: KALIFORNIEN
  • (E) LAND: VEREINIGTE STAATEN VON AMERIKA
  • (F) PLZ: 90071
  • (v) COMPUTER-LESBARE FORM:
  • (A) MEDIUM-ART: Floppy disk
  • (B) COMPUTER: IBM PC kompatibel
  • (C) BETRIEBSSYSTEM: PC-DOS / MS-DOS
  • (D) SOFTWARE: PatentIN Release #1.0, Version #1,25
  • (vi) DERZEITIGE ANMELDUNGSDATEN:
  • (A) ANMELDUNGSNUMMER:
  • (B) EINREICHUNGSDATUM:
  • (C) KLASSIFIKATION:
  • (viii) ANWALT / AGENT-INFORMATION:
  • (A) NAME: CAMPBELL, CATHRYN A.
  • (B) REGISTRATIONSNUMMER: 31.815
  • (C) BEZUGSNERZEICHNIS-NUMMER: P31 8882
  • (ix) TELEKOMMUNIKATIONS-INFORMATION:
  • (A) TELEFON:619-535-9001
  • (B) TELEFAX: 619-535-8949
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 1:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 7445 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: doppelt
  • (D) TOPOLOGIE: zirkulär
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 1:
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 2:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LANGE: 7317 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: doppelt
  • (D) TOPOLOGIE: zirkulär
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 2:
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 3:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE. 7729 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: doppelt
  • (D) TOPOLOGIE: zirkulär
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 3:
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 4:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 7557 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: doppelt
  • (D) TOPOLOGIE: zirkulär
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 4:
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 5:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 8118 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: doppelt
  • (D) TOPOLOGIE: zirkulär
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 5:
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 6:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 22 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (ix) MERKMAL:
  • (A) NAME/SCHLÜSSEL: misc difference
  • (B) LOKALISIERUNG: ersetzt (5, " ")
  • (D) WEITERE INFORMATION: /ANM.. "S STEHT FÜR GLEICHES GEMISCH VON G UND C"
  • (ix) MERKMAL:
  • (A) NAME/SCHLÜSSEL: misc difference
  • (B) LOKALISIERUNG: ersetzt (6, " ")
  • (D) WEITERE INFORMATION: /ANM. "M STEHT FÜR GLEICHES GEMISCH VON A UND C"
  • (ix) MERKMAL:
  • (A) NAME/SCHLÜSSEL: misc difference
  • (B) LOKALISIERUNG: ersetzt (8, " ")
  • (D) WEITERE INFORMATION: /ANM. "R STEHT FÜR GLEICHES GEMISCH VON A UND G"
  • (ix) MERKMAL:
  • (A) NAME/SCHLÜSSEL: misc difference
  • (B) LOKALISIERUNG: ersetzt (11, " ")
  • (D) WEITERE INFORMATION: /ANM. "K STEHT FÜR GLEICHES GEMISCH VON G UND T"
  • (ix) MERKMAL:
  • (A) NAME/SCHLÜSSEL: misc difference
  • (B) LOKALISIERUNG: ersetzt (20, " ")
  • (D) WEITERE INFORMATION: /ANM. "W STEHT FÜR GLEICHES GEMISCH VON A UND T"
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 6:
  • AGGTSMARCT KCTCGAGTCW GG 22
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 7:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 22 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 7:
  • AGGTCCAGCT GCTCGAGTCT GG 22
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 8:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 22 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 8:
  • AGGTCCAGCT GCTCGAGTCA GG 22
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 9:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 22 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 9:
  • AGGTCCAGCT TCTCGAGTCT GG 22
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 10:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 22 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 10:
  • AGGTCCAGCT TCTCGAGTCA GG 22
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 11:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 22 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 11:
  • AGGTCCACT GCTCGAGTCT GG 22
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 12:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 22 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 12:
  • AGGTCCAACT GCTCGAGTCA GG 22
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 13:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 22 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 13:
  • AGGTCCAACT TCTCGAGTCT GG 22
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 14:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 22 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 14:
  • AGGTCCAACT TCTCGAGTCA GG 22
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 15:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 22 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (ix) MERKMAL:
  • (A) NAME/SCHLÜSSEL: misc difference
  • (B) LOKALISIERUNG: ersetzt (5..6, " ")
  • (D) WEITERE INFORMATION: /ANM. "N-INOSIN"
  • (ix) MERKMAL:
  • (A) NAME/SCHLÜSSEL: misc difference
  • (B) LOKALISIERUNG: ersetzt (8, " ")
  • (D) WEITERE INFORMATION: /ANM. "N-INOSIN"
  • (ix) MERKMAL:
  • (A) NAME/SCHLÜSSEL: misc difference
  • (B) LOKALISIERUNG: ersetzt (11, " ")
  • (D) WEITERE INFORMATION: /ANM. "N-INOSIN"
  • (ix) MERKMAL:
  • (A) NAME/SCHLÜSSEL: misc difference
  • (B) LOKALISIERUNG: ersetzt (20, " ")
  • (D) WEITERE INFORMATION: /ANM. "W STEHT FÜR GLEICHES GEMISCH VON A UND T"
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 15:
  • AGGTNNANCT NCTCGAGTCW GG 22
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 16:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 38 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 16:
  • CTATTAACTA GTAACGGTAA CAGTGGTGCC TTGCCCCA 38
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 17:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 30 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 17:
  • AGGCTTACTA GTACAAGTCCC TGGGCACAAT 30
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 18:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 32 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 18
  • CCAGTTCCGA GCTCGTTGTG ACTCAGGAAT CT 32
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 19:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 32 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 19:
  • CCAGTTCCGA GCTCGTGTTG ACGCAGCCGC CC 32
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 20:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 32 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 20:
  • CCAGTTCCGA GCTCGTGCTC ACCCAGTCTC CA 32
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 21:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 32 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 21:
  • CCAGTTCCGA GCTCCAGATG ACCCAGTCTC CA 32
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 22:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 32 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 22:
  • CCAGATGTGA GCTCGTGATG ACCCAGACTC CA 32
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 23:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 32 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 23:
  • CCAGATGTGA GCTCGTCATG ACCCAGTCTC CA 32
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 24:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 32 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 24:
  • CCAGTTCCGA GCTCGTGATG ACACAGTCTC CA 32
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 25:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 32 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 25:
  • GCAGCATTCT AGAGTTTCAG CTCCAGCTTG CC 32
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 26:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 34 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 26:
  • GCGCCGTCTA GAATTAACAC TCATTCCTGT TGAA 34
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 27:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 37 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 27:
  • GATCCTAGGC TGAAGGCGAT GACCCTGCTA AGGCTGC 37
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 28:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 35 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 28:
  • ATTCAATAGT TTACAGGCAA GTGCTACTGA GTACA 35
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 29:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 35 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 29:
  • TTGGCTACGC TTGGGCTATG GTAGTAGTTA TAGTT 35
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 30:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 35 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 30:
  • GGTGCTACCA TAGGGATTAA ATTATTCAAA AAGTT 35
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 31:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 18 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 31:
  • TACGAGCAAG GCTTCTTA 18
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 32:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 39 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 32:
  • AGCTTAAGAA GCCTTGCTCG TAAACTTTTT GAATAATTT 39
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 33:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 36 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPÖLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 33:
  • AATCCCTATG GTAGCACCAA CTATAACTAC TACCAT 36
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 34:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 35 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 34:
  • AGCCCAAGCG TAGCCAATGT ACTCAGTAGC ACTTG 35
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 35:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 34 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 35:
  • CCTGTAAACT ATTGAATGCA GCCTTAGCAG GGTC 34
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 36:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 16 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 36:
  • ATCGCCTTCA GCCTAG 16
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 37:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 21 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT. einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 37:
  • CATTTTTGCA GATGGCTTAG A 21
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 38:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 18 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 38:
  • TAGCATTAAC GTCCAATA 18
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 39:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 26 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 39:
  • ATATATTTTA GTAAGCTTCA TCTTCT 26
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 40:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 23 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 40:
  • GACAAAGAAC GCGTGAAAAC TTT 23
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 41:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 35 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 41:
  • GCGGGCCTCT TCGCTATTGC TTAAGAAGCC TTGCT 35
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 42:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 43 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 42:
  • AAACGACGGC CAGTGCCAAG TGACGCGTGT GAAATTGTTA TCC 43
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 43:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 43 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 43:
  • GGCGAAAGGG AATTCTGCAA GGCGATTAAG CTTGGGTAAC GCC 43
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 44:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 36 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 44:
  • GGCGITACCC AAGCTTTGTA CATGGAGAAA ATAAAG 36
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 45:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 42 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 45:
  • TGAAACAAAG CACTATTGCA CTGGCACTCT TACCGTTACC GT 42
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 46:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 42 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 46:
  • TACTGTTTAC CCCTGTGACA AAAGCCGCCC AGGTCCAGCT GC 42
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 47:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 44 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 47:
  • TCGAGTCAGG CCTATTGTGC CCAGGGATTG TACTAGTGGA TCCG 44
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 48:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 38 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT. einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 48:
  • TGGCGAAAGG GAATTCGGAT CCACTAGTAC AATCCCTG 38
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 49:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 42 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 49:
  • GGCACAATAG GCCTGACTCG AGCAGCTGGA CCAGGGCGGC TT 42
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 50:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 42 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 50:
  • TTGTCACAGG GGTAAACAGT AACGGTAACG GTAAGTGTGC CA 42
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 51:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 42 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 51:
  • GTGCAATAGT GCTTTGTTTC ACTTTATTTT CTCCATGTAC AA 42
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 52:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 21 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 52:
  • TAACGGTAAG AGTGCCAGTG C 21
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 53:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 32 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 53:
  • CACCTTCATG AATTCGGCAA GGAGACAGTC AT 32
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 54:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 22 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 54:
  • AATTCGCCAA GGAGACAGTC AT 22
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 55:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 39 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 55:
  • AATGAAATAC CTATTGCCTA CGGCAGCCGC TGGATTGTT 39
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 56:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 39 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ (D NR. 56:
  • ATTACTCGCT GCCCAACCAG CCATGGCCGA GCTCGTGAT 39
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 57:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 39 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 57:
  • GACCCAGACT CCAGATATCC AACAGGAATG AGTGTTAAT 39
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 58:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 13 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 58:
  • TCTAGAACGC GTC 13
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 59:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 45 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 59:
  • TTCAGGTTGA AGCTTACGCG TTCTAGAATT AACACTCATT CCTGT 45
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 60:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 39 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 60:
  • TGGATATCTG GAGTCTGGGT CATCACGAGC TCGGCCATG 39
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 61:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 39 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 61:
  • GCTGGTTGGG CAGCGAGTAA TAACAATCCA GCGGCTGCC 39
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 62:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 37 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 62:
  • GTAGGCAATA GGTATTTCAT TATGACTGTC CTTGGCG 37
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 63:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 30 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 63:
  • TGACTGTCTC CTTGGCGTGT GAAATTGTTA 30
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 64:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 36 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 64:
  • TAACACTCAT TCCGGATGGA ATTCTGGAGT CTGGGT 36
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 65:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 24 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 65:
  • GCCAGTGCCA AGTGACGCGT TCTA 24
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 66:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 26 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 66:
  • ATATATTTTA GTAAGCTTCA TCTTCT 26
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 67:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 23 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 67:
  • GACAAAGAAC GCGTGAAAAC TTT 23
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 68:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 76 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 68:
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 69:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 80 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 69:
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 70:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 27 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (G) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 70:
  • GGTAAACAGT AACGGTAAGA GTGCCAG 27
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 71:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 54 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 71:
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 72:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 41 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 72:
  • CACCGGTTCG GGGAATTAGT CTTGACCAGG CAGCCCAGGG C 41
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 73:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 51 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsaure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 73:
  • ATTCCACACA TTATACGAGC CGGAAGCATA AAGTGTCAAG CCTGGGGTGC C 51
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 74:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 42 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 74:
  • CTGCTCATCA GATGGCGGGA AGAGCTCGGC CATGGCTGGT TG 42
  • (2) INFORMATION FÜR SEQ ID NR. 75:
  • (i) SEQUENZ-EIGENSCHAFTEN:
  • (A) LÄNGE: 42 Basenpaare
  • (B) TYP: Nukleinsäure
  • (C) STRÄNGIGKEIT: einzeln
  • (D) TOPOLOGIE: linear
  • (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NR. 75:
  • GAACAGAGTG ACCGAGGGGG CGAGCTCGGC CATGGCTGGT TG 42

Claims (8)

1. Zusammensetzung aus einem Material, umfassend eine Vielzahl von Expressionsvektoren, enthaltend eine Vielzahl von ersten und zweiten DNA- Sequenzen, die für erste und zweite Polypeptide kodieren, welche einen heteromeren Rezeptor bilden, wobei eine oder beide dieser ersten und zweiten DNA-Sequenzen funktionsfähig an ein Gen geknüpft ist, das für ein Oberflächenprotein einer Zelle kodiert.
2. Zusammensetzung nach Anspruch 1, wobei der heteromere Rezeptor eine Bindungsaktivität gegenüber einem zuvor gewählten Molekül zeigt.
3. Zusammensetzung nach Anspruch 1 oder Anspruch 2, wobei der heteromere Rezeptor gewählt ist aus Antikörpern, T-Zell-Rezeptoren, Integrinen, Hormonrezeptoren, Transmitter-Rezeptoren und funktionellen heteromeren Abschnitten davon.
4. Zusammensetzung nach Anspruch 3, wobei der heteromere Rezeptor gewählt ist aus Antikörpern, T-Zell-Rezeptoren und funktionellen heteromeren Abschnitten davon.
5. Zusammensetzung nach einem der Ansprüche 1 bis 4, wobei die Expressionsvektoren filamentöser Bakteriophage sind, der gewählt ist aus M13, fd und f1.
6. Zusammensetzung nach Anspruch 5, wobei das für ein Oberflächenprotein kodierende Gen für ein filamentöses Bakteriophagen-Gen-VIII-Hüllprotein kodiert.
7. Vielzahl von Zellen, umfassend eine Zusammensetzung nach einem der Ansprüche 1 bis 6, wobei eines oder beide der Rezeptor-Polypeptide als Fusionsproteine auf der Oberfläche dieser Zellen exprimiert werden.
8. Vektor, umfassend Sequenzen, die für die Coexpression zweier oder mehrerer insertierter DNA-Sequenzen, die für Polypeptide kodieren, welche heteromere Rezeptoren bilden, erforderlich sind, und zwei Gene, die für ein filamentöses Bakteriophagen-Hüllprotein kodieren, wobei eines der Gene funktionsfähig an eine der zwei oder mehr insertierten DNA-Sequenzen knüpfbar ist, so dass die DNA-Sequenz als ein Fusionsprotein an der Oberfläche eines filamentösen Bakteriophagen oder als ein lösliches Polypeptid exprimierbar ist.
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