DE3789587T2 - Rekombinantes Pseudomonastoxin : Konstruktion eines wirksamen Immunotoxins mit wenigen Nebenwirkungen. - Google Patents
Rekombinantes Pseudomonastoxin : Konstruktion eines wirksamen Immunotoxins mit wenigen Nebenwirkungen.Info
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Description
- Toxine sind äußerst wirksame zelltötende Agenzien, die für viele Krankheiten der Menschen verantwortlich sind. Aufgrund ihrer hohen Wirksamkeit sind diese Agenzien an monoklonale Antikörper gebunden worden, um zytotoxische Agenzien (Immuntoxine) zu bilden, die spezifisch an Zielzellen binden. Diese Immuntoxine sind daher am besten verwendbar bei der Krebstherapie.
- Das Pseudomonas-Exotoxin A (PE) ist ein äußerst wirksames monomeres Protein (Molekulargewicht 66 Kd), das von Pseudomonas aeruginosa sezerniert wird und die Proteinsynthese in eukaryotischen Zellen durch die Inaktivierung des Elongationsfaktors 2 (EF-2) hemmt, indem dessen ADP-Ribosylierung katalysiert wird (Katalysieren des Transfers des ADP-Ribosylanteils von oxidiertem NAD auf EF-2).
- Der Vergiftungsprozeß verläuft vermutlich über die folgenden Stufen: Als erstes bindet PE über einen spezifischen Rezeptor auf der Zelloberfläche an Zellen. Als nächstes wird der PE-Rezeptor-Komplex in die Zelle internalisiert. Letztendlich wird PE in das Zytosol transferiert, wo es enzymatisch die Proteinsynthese hemmt. Der Transferprozeß findet vermutlich aus einem sauren Kompartiment heraus statt, da die zelluläre Intoxikation durch schwache Basen, wie z. B. NH&sub4;&sbplus;, welches den pH in sauren Vesikeln anhebt, verhindert wird. Nachdem die hydrophobe Domäne von PE sauren Bedingungen ausgesetzt worden ist, dringt diese in die Membran ein, wodurch sich die Bildung eines Kanals ergibt, durch den die enzymatische Domäne in gestreckter Form in das Zytosol eindringt.
- WO 83/03 971 offenbart einen vorausschauenden Entwurf zum Herstellen eines Hybridproteins, das das enzymatisch aktive Fragment A des Diphtherie-Toxins und einen Teil der Bindungsdomäne eines zellspezifischen Polypeptidliganden umfaßt, wobei der Teil der Bindungsdomäne theoretisch die Fähigkeit besitzt, das Hybridprotein selektiv an eine vorbestimmte Klasse von Zellen, die durch das enzymatisch aktive Fragment A bekämpft werden sollen, binden zu lassen.
- Das U.S.-Patent 4,545,985 lehrt, daß Pseudomonas-Toxin chemisch an einen Antikörper oder Wachstumsfaktor gebunden werden kann. Es ist jedoch gezeigt worden, daß diese chemisch gebundenen Toxine nicht wünschenwerte Toxizitätsraten besitzen. Es wäre daher vorteilhaft, Toxine zu haben, die stark zielgerichtet auf spezifische Zelltypen sind, jedoch die normalerweise mit diesen Toxinen assoziierte allgemeine Zelltötungsfähigkeit nicht besitzen.
- PE-enthaltende Immuntoxine werden dadurch konstruiert, daß man zuerst natives PE mit Iminothiolan reagieren läßt. Diese Reaktion dient sowohl dazu, zwei neue Sulfhydrylgruppen einzuführen, die für die Bindung eines Antikörpers an das Toxin verwendet werden, als auch die Bindungsfähigkeit von PE an dessen eigenen Rezeptor zu inaktivieren. Dieser Versuchsentwurf basiert auf der chemischen Inaktivierung der PE-Bindungsstellen, um die ungewollten Nebeneffekte aufgrund der Bindung von PE an Zellen mit PE-Rezeptoren möglichst klein zu halten. Während dieser Versuchsentwurf hinsichtlich des Herstellens eines spezifischen zelltötenden Reagenzes in Gewebekultur und in tumortragenden Mäusen einigermaßen erfolgreich gewesen ist, ist es nicht möglich gewesen, mehr als 2 ug des PE-Immuntoxins an eine 20 g-schwere Maus oder 1 mg an einen 3 kg-schweren Affen oder 4 mg an einen erwachsenen Menschen aufgrund der toxischen Nebenwirkungen des Immuntoxins zu verabreichen. Es ist daher wünschenswert, größere Mengen des Immuntoxins verabreichen zu können, um eine erhöhte Absterbungsrate von Tumorzellen zu erreichen. Die vorliegende Erfindung erfüllt diesen Wunsch durch das Bereitstellen eines Immuntoxins mit hoher Wirksamkeit und niedriger Toxizität. Um von der vorstehend erwähnten Abhängigkeit von einer chemischen Inaktivierung der PE-Bindungsstellen wegzukommen, beinhaltet die vorliegende Erfindung weiterhin rekombinante DNA-Techniken, um das vollständige Toxingen (oder Segmente davon) zu klonieren, mit dem Ziel, große Mengen des Toxinmoleküls der gesamten Länge (oder Teile davon), welches verschiedene funktionelle Domänen enthält, zu exprimieren, einschließlich eines Toxinmoleküls, welchem die Zellbindungsdomäne fehlt. Siehe Beispiel 1 hinsichtlich einer vergleichenden Untersuchung dieser Klone.
- Die dreidimensionale Struktur von PE ist durch Röntgenstrahlkristallographie bestimmt worden. Wie in Fig. 2 gezeigt, enthält das PE-Molekül 3 strukturell verschiedene Domänen: die Domäne I enthält die Aminosäurereste 1 bis 252 (Domäne Ia) und 365 bis 404 (Domäne Ib); die Domäne II die Aminosäurereste 253 bis 364; und die Domäne III enthält die Aminosäurereste 405 bis 613.
- Plasmide sind konstruiert worden, die verschiedene Anteile des PE-Moleküls exprimieren, wodurch die Möglichkeit bereitgestellt wird, verschiedene strukturelle Domänen mit verschieden funktionellen Aktivitäten zu korrelieren und zu bestimmen, (1) welche Anteile des Moleküls für die Zellerkennung verantwortlich sind (Bindung, strukturelle Domäne I, Aminosäure 1-252); (2) welcher Anteil für die enzymatische Aktivität benötigt wird (ADP-Ribosylierungsaktivität, Domäne 111 plus einen Teil der Domäne Ib, Aminosäure 385-613); (3) welcher Anteil für die Translokation über die Zellmembran verantwortlich ist (Domäne II). Der Hinweis, daß die strukturelle Domäne Ia bei der Zellerkennung eine Rolle spielt, ist, daß durch Plasmide hergestellte Proteine ohne die Domäne Ia, die jedoch die Domäne II, Ib und III enthalten, nicht selbst zytotoxisch sind und keine kompetitive Hemmung der Zytotoxizität des intakten Toxins zeigen, wohingegen ein für die Domäne Ia kodierendes Plasmid, dem jedoch die anderen Domänen fehlen, die PE-Zytotoxizität sensitiver Zellen blockierte. PE von Plasmiden mit einer Deletion der ersten Hälfte der strukturellen Domäne II übte sowohl PE-blockierende Aktivität als auch ADP-Ribosylierungsaktivität aus, wobei diese Moleküle jedoch die gesamte Zelltötungsaktivität verloren hatten. Plasmide, die nur für die strukturelle Domäne 111 kodieren, produzieren große Mengen des Proteins, besitzen jedoch keine nachweisbare enzymatische Aktivität (ADP-Ribosylierung). Plasmide, die jedoch für die gesamte strukturelle Domäne III plus angrenzende Aminosäuren aus der strukturellen Domäne Ib kodieren, exprimieren große Mengen des Proteins, und ihre ADP-Ribosylierungsaktivität ist hoch.
- Auf der Grundlage der dreidimensionalen Struktur von PE sind Plasmide konstruiert worden, die verschiedene Anteile von PE exprimieren. Das Proteinmuster der Zellen, die die verschiedenen Konstrukte exprimieren, wurde durch SDS-Gelelektrophorese analysiert, und die ADP-Ribosylierungsaktivität des rekombinanten Toxins wurde gemessen. Unter diesen Plasmiden (beschrieben in Beispiel 1) ist das Plasmid pJH8, welches die Aminosäuren 253-613 (Domänen Ib, II und III) enthält, fähig, für große Mengen des modifizierten PE zu kodieren, welches niedrige Toxizität für humane Zellen ausübt, jedoch enzymatisch sehr aktiv bleibt.
- Zusammenfassend zeigt das Plasmidschema, daß die strukturelle Domäne Ia eine Rezeptorbindungsdomäne ist, daß die erste Hälfte der strukturellen Domäne II für die Translokation des Toxins von einem endozytischen Vesikel der Wirtszelle in das Zytosol benötigt wird und daß die strukturelle Domäne III allein nicht ausreichend ist, volle ADP-Ribosylierungsaktivität zu exprimieren.
- Wenn PE an Tiere verabreicht wird, verursacht es in charakteristischer Weise den Tod aufgrund von Leberversagen. Immuntoxine, die mit PE hergestellt werden, greifen auch die Leber an und verursachen Tod aufgrund von Lebertoxizität, wenn diese in großen Mengen verabreicht werden. Die in Tabelle 111 gezeigten Experimente deuten an, daß die Domäne Ia für die Zellbindung verantwortlich ist und daß ein PE-Molekül, in welchem die Domäne Ia deletiert ist, weniger toxisch für Mäuse ist als natives PE. Die in Beispiel 4 gezeigten Daten unterstützen diesen Schluß, indem sie andeuten, daß modifiziertes PE mindestens 200fach weniger toxisch für Mäuse als natives PE ist. Beispiel 5 zeigt, daß, wenn das durch pJH8 hergestellt Protein gereinigt und an einen Antikörper, der an den humanen Transferrinrezeptor bindet, geknüpft wird, ein Immuntoxin hergestellt wird, das ungefähr genauso aktiv wie ein Immuntoxin ist, welches natives PE enthält, jedoch 100fach weniger toxisch für Nicht-Zielzellen (Mauszellen) ist.
- Ein Aspekt der vorliegenden Erfindung ist daher, daß PE-Moleküle mit einer Deletion der Domäne Ia wirksame Immuntoxine mit verminderten Nebeneffekten, einschließlich verminderter Lebertoxizität, sind.
- Fig. 1 zeigt die Konstruktion der erfindungsgemäßen Plasmide, die für die Expression verschiedener Domänen von PE verwendet wurden.
- Fig. 2 ist eine vereinfachte Karte der PE-Moleküle verschiedener Größe, die als Teil der vorliegenden Erfindung hergestellt wurden.
- Fig. 3 zeigt die Wirkung von PE&sub4;&sub5;-HB21 und PE-HB21 auf die Proteinsynthese in humanen KB-Zellen. PE&sub4;&sub5; ist das Toxinprotein, welchem die Domäne I fehlt und welches durch das Plasmid pJH8 kodiert wird. Die Zellen wurden für 24 h mit dem geeigneten Immuntoxin inkubiert und danach für 1 h mit ³H-Leucin inkubiert. Der Einbau (³H)-Leucin in das Protein wurde gemessen. Im Bild 3B wurden Swiss 3T3-Zellen für 24 h mit entweder nativem Pseudomonas-Toxin (PE), nativem Pseudomonas-Toxin, gebunden an HB21, PE&sub4;&sub5; allein oder PE&sub4;&sub5;, gebunden an HB21 inkubiert. Die Zellen wurden diesen Agenzien für 24 h ausgesetzt, und danach wurde die Proteinsynthese für eine Stunde wie vorstehend beschrieben gemessen.
- Die vorliegende Erfindung stellt ein modifiziertes Pseudomonas-Exotoxin bereit, welches ADP-Ribosylierungsaktivität und die Fähigkeit, eine Zellmembran zu passieren, umfaßt und worin das Exotoxin eine Modifizierung in der rezeptorbindenden Domäne Ia des nativen Toxins umfaßt, die ausreichend ist, das modifizierte Toxin weniger toxisch für humane oder tierische Zellen in vitro und weniger toxisch für die Leber im Vergleich zu einem nicht-modifizierten Pseudomonas-Exotoxin werden zu lassen, wenn dieses in vivo verabreicht wird. Das modifizierte Toxin und das daraus hergestellte Immuntoxin besitzt eine deutlich verminderte nicht-spezifische Toxizität auf humane und Mauszellen in Gewebekultur und eine größtenteils verminderte Toxizität in Mäusen in vivo.
- Genomische DNA wird durch vollständiges Schneiden eines Stammes von Pseudomonas aeruginosa mit EcoRI und PstI erhalten. Obwohl jeder Stamm von P. aeruginosa für die Verwendung dieser Erfindung geeignet ist, ist der bevorzugte Stamm PA103, ein Stamm, der eine große Menge des aktiven Toxins produziert. DNA-Fragmente in einem Größenbereich von 2,6 bis 2,9 kb werden aus der genomischen DNA-Bank isoliert und mit einem 2,7 kb DNA-Fragment von dem mit EcoRI und PstI geschnittenen Plasmid pUC13 ligiert. Das Plasmid pUC13 ist kommerziell erhältlich von Boehringer, Mannheim. Ein geeigneter Wirt, bevorzugt ein E.coli-Stamm, wird danach mit den ligierten Produkten transformiert (der bevorzugte Stamm von E.coli ist HB101, kommerziell erhältlich von Bethesda Research Laboratories). Das 2,7 kb DNA-Fragment, das von ptoxETA stammt, einem Plasmid, welches das PE Strukturgen enthält, wird als Probe verwendet, und Plasmid-DNA von mehreren positiven Kolonien wurde präpariert und durch Southern-Blotting charakterisiert. Die verschiedenen Größen des rekombinanten PE werden danach in einem geeigneten Wirt exprimiert. Ein Wirt, der das Gen für die RNA-Polymerase des Bakteriophagen T7 in lysogener und induzierbarer Form [BL21 (DE&sub3;)] trägt, ist bevorzugt und erhältlich von Dr. F.W. Studier bei Brookhaven National Laboratories. Ebenso bevorzugt sind Plasmide, die den späten Promotor des Bakteriophagen T7 und AMPr und die Shine-Dalgarno-Box--pAR2156 tragen, und ebenso von Dr. Studier erhältlich sind.
- Wie in den Beispielen gezeigt ist, ist das bevorzugte Plasmid pJH8. pJH8 enthält ein 5,1 kb DNA-Fragment und ist fähig, die Domänen II, Ib und III von PE zu exprimieren. Dieses Plasmid wird durch partielles Schneiden des Plasmids pJH4 mit AvaI hergestellt. Das linearisierte DNA-Fragment wird danach vollständig mit HindIII geschnitten, um ein 5,1 kb DNA-Fragment zu erhalten, welches AvaI- und HindIII-Stellen an den Enden besitzt. Dieses Fragment wird dann mit 51- Nuklease inkubiert, um dessen überhängende Enden zu entfernen, gefolgt von einer Ligierung mit T4-Ligase, um das Plasmid pJH8 zu erzeugen.
- BL21(DE&sub3;), welcher Plasmide für die Expression von PE verschiedener Größe enthält, wird in LB-Kulturmedium mit 50 ug Ampicilliin/ml bei 37ºC kultiviert. Wenn die Absorption bei 650 nm 0,3 erreicht, wird IPTG (Isopropyl-beta-D-thiogalactopyranosid) zu einer Endkonzentration von 1 mM zu der Kultur zugefügt. Die Zellen werden 90 min. später geerntet und auf die Menge an rekombinanten Toxinen durch SDS-PAGE, Immunblotting, ADP-Ribosylierung und Zelltötungsexperimente untersucht.
- Die Zellpellets werden in Laemmli-Puffer gelöst. Die Proben werden für 5 min. vor dem Auftragen auf ein 0,1% SDS, 10% Acrylamid-Flachgel gekocht. Zum Immunblotten werden die Proben nach der Elektrophorese auf einen Nitrocellulosefilter überführt, worauf die Reaktion mit einen gegen PE gerichteten Antikörper, danach einem zweiten Antikörper (Ziege-anti- Kaninchen) und das Färben folgte. Der gegen PE gerichtete Antikörper wird durch Hyperimmunisieren von Kaninchen mit Glutaraldehyd (0,2%)-behandeltem PE (250 ug PE pro Injektion) erhalten. Eine IgG-Fraktion wurde für das Immunblotten hergestellt.
- Bekannte Verfahren werden für den Assay der ADP-Ribosylierungsaktivität verwendet. Kurz zusammengefaßt: Präparationen von Retikulocyten aus Kaninchen oder Weizenkeimextrakte, die mit Elongationsfaktor 2 (EF-2) angereichert sind, werden als Quelle von EF-2 verwendet. Die Assays (500 41 Gesamtvolumen) enthalten ungefähr 10 pmol EF-2, 37 pmol ¹&sup4;C-NAD (0,06 uci), 0,25 bis 1,25 ug PE und Puffer (40 mM DTT, 1 mM EDTA und 50 mM Tris, pH 8,1). Die Aktivität wird als pmol NAD gemessen, welches in 30 min auf EF-2 übertragen wurde. Eine Standardkurve bekannter PE-Konzentrationen wird aufgestellt und zur Bestimmung der PE-Aktivität in Extrakten von E.coli verwendet. Nach 30minütiger Inkubation bei 37ºC wird 0,5 ml 12% TCA zu jeder Reaktionsmischung zugefügt. Die Reaktionsmischung wird danach für 15 min in ein Eisbad gesetzt, worauf Zentrifugation für 10 min bei 4ºC, 3.000·g folgt. Das Pellet wird mit 1 ml 6% TCA gewaschen und wie vorstehend erwähnt zentrifugiert. Das Pellet wird danach hinsichtlich ¹&sup4;C-Radioaktivität in einem Flüssigszintillationszähler als Index der ADP-Ribosylierungsaktivität gemessen.
- Die Tests auf zytotoxische Aktivität des modifizierten PE werden mit NIH 3T3-Zellkulturen und humanen KB-Zellen durchgeführt. NIH 3T3-Zellen oder KB-Zellen werden 24 h vor dem Zytotoxizitätstest zu einer Dichte von 2·10&sup4; Zellen pro Vertiefung in einer Gewebekulturschale mit 24 Vertiefung ausgesät. Nach 48stündiger Inkubation mit verschiedenen Konzentrationen an PE oder Proteinextrakten, die von BL21(DE&sub3;) mit Plasmiden, welche PE verschiedener Größe exprimieren, isoliert wurden, werden die einschichtigen Kulturen mit Methylenblau gefärbt, um die überlebenden Zellen zu bestimmen. Die Ergebnisse sind in Tabelle 1 gezeigt.
- Die Assays für die Hemmung der Proteinsynthese durch PE oder PE mit Extrakten von BL21(DE&sub3;)/pJH8 werden in Swiss 3T3- Zellkulturen durchgeführt. Swiss 3T3-Zellen werden einen Tag vor dem Assay in Gewebekulturschalen mit 24 Vertiefungen zu einer Dichte von 10- Zellen pro Vertiefung ausgesät. Die Zellen werden einmal dadurch gewaschen, daß das Medium durch DMEM und 0,2% BSA ersetzt wird, bevor PE (100 ng/ml) oder PE (100 ng/ml) mit Extrakten, die eine Überschußmenge an PE verschiedener Größe enthielten, zugefügt wurde (Tabelle 2). Nach 15 min bei 37ºC wird das Medium daraufhin entfernt und mit frischem DMEM und 0,2% BSA ersetzt. 4 Stunden später wird die Rate der Proteinsynthese durch Zufügen von [³H]- Leucin zum Medium (zu einer Endkonzentration von 2-4 uCi/ml) für 1 Stunde bestimmt.
- In einer bevorzugten, erfindungsgemäßen Ausführungsform wird die Strukturdomäne des Pseudomonas-Exotoxingens stromabwärts von der Ribosomen-Bindungsstelle und des begleitenden ATG- Initiationskodons (wie in Fig. 1 gezeigt) wie vorstehend beschrieben in einen T7-Expressionsvektor eingesetzt. Um rekombinante Proteine herzustellen werden die Zellen bei 37ºC zu einer A&sub6;&sub5;&sub0; = 0,3 kultiviert. IPTG wird danach zu 1 mM zugefügt, um die T7-RNA-Polymerase zu induzieren und für 2 Stunden inkubiert. Eine Plasmidserie wird wie in Beispiel 1 gezeigt hergestellt.
- Als nächstes wird ein Klon, der für ein PE-Molekül ohne Leader-Sequenz (pJH4) kodiert und in welchen ein Methionin benachbart zum Alanin am Amino-Terminus der prozessierten Form des nativen PE (Tabelle 1) plaziert ist, konstruiert. Das durch pJH4 produzierte Protein wird Met-PE bezeichnet. Große Mengen an Met-PE werden nach Induktion durch IPTG hergestellt, so daß es 20% des Gesamt-Zellproteins darstellt. Eine ADP-Ribosylierungsaktivität, die äquivalent zu 0,1 mg nativem PE ist, wird im Überstand und 0,2 mg im Pellet pro mg Gesamt-Zellprotein gefunden. Das von pJH4 hergestellt PE-Molekül unterscheidet sich von nativen PE-Molekülen durch die Gegenwart eines zusätzlichen Methionin-Rests am Amino-Terminus.
- pJH8, das wie vorstehend bemerkt ausgehend von pJH4 hergestellt wird, exprimiert ein Protein, in welchem der größte Teil der Domäne Ia deletiert ist (wobei nur das angefügte Methionin und drei Aminosäuren am Amino-Terminus übrig sind). Immunblotting zeigt, daß dieses Protein eine Größe von 45 kd besitzt und zu einer Konzentration von ungefähr 0,04 mg/mg Zellprotein exprimiert wird. Eine hohe ADP-Ribosylierungsaktivität wird ausgeübt, wenn Harnstoff und DTT in der Reaktionsmischung fehlt. Im Gegensatz zu nativem PE (bei dem der Zusatz von Harnstoff und DTT ADP-Ribosylierungsaktivität aktiviert), vermindert der Zusatz von Harnstoff und DTT zu pJH8 die ADP-Ribosylierungsaktivität (um ungefähr 30%).
- Keines der durch das vorstehend erwähnte (und in den Beispielen beschriebene) Verfahren hergestellten Plasmide, außer pJH1, pJH2 und pJH4, übte signifikante Zelltötungsfähigkeit aus, obwohl viele von diesen Plasmiden hohe enzymatische Aktivität aufweisen (Tabelle 1). Es zeigt sich, daß diese Plasmide die Hemmung der Proteinsynthese oder die Zelltötung durch natives PE verhindern, wenn die Zellen für 15 min nativem PE zu 0,1 ug/ml in der Gegenwart von 3-5 ug/ml verschiedener modifizierter Toxine ausgesetzt werden. Die Daten in Tabelle III zeigen, daß die Plasmide, welche entweder die Domäne Ia allein oder die Domäne I, die Hälfte der Domäne II und die Domäne III exprimieren, PE an einer Hemmung der Proteinsynthese hindern.
- Mäuse, die natives PE erhalten, erliegen aufgrund einer Leberzerstörung. Die letale Dosis für eine 20 g-Maus ist 0,1- 0,2 ug. Die Daten in Tabelle IV zeigen, daß PE mit einer Deletion der Domäne Ia eine stark verminderte Toxizität in Mäusen ausübt. Mäuse wurden i.p. mit entweder nativem PE oder PE ohne die Domäne Ia injiziert. Alle Mäuse, die 1,0 ug natives PE erhielten, und die Hälfte der Mäuse, die 0,2 ug PE erhielten, waren nach 48 Stunden tot. 2 von 3 Mäusen, die 50 ug PE Ia erhielten, starben; alle Mäuse, die 20 ug PE Ia erhielten, lebten; und alle Mäuse, die 5 ug PE Ia erhielten, lebten. Folglich ist PE Ia mehr als 100fach weniger toxisch auf Gewichtsgrundlage als natives PE.
- Das Gen für erfindungsgemäßes, modifiziertes PE, das speziell in pJH8 enthalten ist, wurde mit DNA-Sequenzen, die für den humanen alpha-transformierenden Wachstumsfaktor (a- TGF) oder humanes Interleukin 2 (IL-2) kodieren, fusioniert. Siehe Beispiele 7 und 8 hinsichtlich der Einzelheiten dieser Genfusionen. Modifiziertes PE ist für eine Verwendung in Fusionen mit jedem Peptidhormon, Wachstumsfaktor oder einem anderen Polypeptid-Zellerkennungsprotein, für welches ein spezifischer Rezeptor auf Zellen vorkommt, geeignet. Einige Beispiele umfassen: Insulin, Glucagon, Endorphine, Wachstumshormon, Melanocyten-stimulierendes Hormon, Transferrin, Bombesin, Lipoprotein niederer Dichte (low-density lipoprotein), luteinisierendes Hormon und Asialoglycoproteine.
- Wie in Tabelle 1 gezeigt, wurde das erfindungsgemäße Verfahren dazu verwendet, mehrere Plasmide, welche Fusionen des PE-Strukturgens verschiedener Größe und des späten Promotors von T7 enthielten, zu konstruieren. pJH2 enthält das intakte PE-Strukturgen mit einem Segment, das für eine davorstehende, modifizierte Leader-Sequenz kodiert. pJH4 enthält das intakte PE-Strukturgen mit der Zufügung eines Methioninkodons am Amino-Terminus. pJH7 enthält das Gen, das für die Strukturdomäne 111 von PE (Aminosäure 405-613) kodiert. pJH8 enthält das Gen, das für die Strukturdomäne II, Ib und 111 von PE (Aminosäure 253-613) kodiert. pJH13 kodiert für PE mit einer Deletion der ersten Hälfte der Strukturdomäne II, die die Aminosäuren 253-307 umfaßt. pJH14 kodiert für die Strukturdomäne Ia von PE (Aminosäuren 1-252).
- pJH1 wurde durch partielles Schneiden des nativen PE (pE 0) mit BamHI konstruiert, und die lineare Form der DNA wurde eluiert und vollständig mit EcoRI geschnitten. Das von pE 0 stammende 2,0 kb DNA-Fragment, welches BamHI- und EcoRI- Stellen an den zwei Enden besitzt, wurde danach in pAR 2156, welches vollständig mit BamHI und EcoRI geschnitten worden ist, eingesetzt.
- pJH2 wurde durch partielles Schneiden von pJH1 mit BamHI konstruiert. Die lineare Form der DNA wurde isoliert und vollständig mit NdeI geschnitten. Das 610 kb DNA-Fragment wurde gewonnen, um pJH2 dadurch zu konstruieren, daß dieses mit dem synthetischen Oligonukleotid-Doppelstrang
- 5' T A T G A A A A A A C T T T T T C T A G 5'
- ligiert wurde.
- pJH4 wurde durch partielles Schneiden von pJH2 mit TaqI konstruiert. Die linearisierte DNA (610 kb) wurde isoliert und vollständig mit NdeI geschnitten. Das größte DNA-Fragment (5,9 kb) wurde abgetrennt und mit dem synthetischen Oligonukleotid-Doppelstrang
- 5' T A T G G C C G A A G A A G C T T T A C C G G C T T C T T C G A A A G C 5'
- ligiert (welches eine HindIII-Stelle--AAGCTT enthält). TTCGAA
- pJH7 wurde durch partielles Schneiden von pJH4 mit AatII konstruiert. Das linearisierte DNA-Fragment (5,9 kb) wurde danach vollständig mit HindIII geschnitten. Das 4,7 kb DNA- Fragment, welches nach der Abtrennung AatII- und HindIII- Stellen an den Enden besitzt, wurde mit S1 Nuklease inkubiert, um die überhängenden Enden zu entfernen, worauf eine Ligierung mit T4-Ligase folgte.
- pJH8 wurde wie in der "Spezifischen Offenbarung" beschrieben konstruiert.
- pJH13 wurde durch partielles Schneiden von pJH4 mit AvaI konstruiert. Das linearisierte DNA-Fragment wurde danach vollständig mit EcoRI geschnitten. Die 4,7 kb DNA, die AvaI- und EcoRI-Schnitte an beiden Enden besitzt, wurde mit S1 inkubiert, um die kohäsiven Enden zu entfernen (DNA-Fragment 1).
- pJH4 wurde partiell mit SalI geschnitten. Das linearisierte DNA-Fragment wurde danach vollständig mit EcoRI geschnitten. Das 1,0 kb DNA-Fragment, das SalI- und EcoRI- Stellen an den Enden besitzt, wurde mit Klenow-DNA-Polymerase I und dNTP inkubiert, um die kohäsiven Enden auf zufüllen (DNA-Fragment 2). Das DNA-Fragment 1 (4,7 kb) und das DNA-Fragment 2 (1,0 kb) wurden über Nacht bei 40 ligiert.
- pJH14 wurde durch partielles Schneiden von pJH4 mit AvaI konstruiert. Das linearisierte DNA-Fragment wurde danach vollständig mit EcoRI geschnitten. Die 4,7 kb DNA, die AvaI- und EcoRI-Stellen an dessen Enden besitzt, wurde mit S1 inkubiert, um die kohäsiven Enden zu entfernen, worauf eine Ligierung mit T4-Ligase erfolgte.
- Die Menge und Aktivität der rekombinanten Toxine (hergestellt durch die in Beispiel 1 beschriebenen Plasmide) wurde durch SDS-PAGE, ADP-Ribosylierung und Zelltötungsfähigkeit gemessen. Die Ergebnisse sind in Tabelle 1 tabellarisch aufgeführt.
- Experimente wurden durchgeführt, um die Eigenschaften der rekombinanten Toxizität der vorliegenden Erfindung zu untersuchen. Die Ergebnisse sind in Tabelle 2 gezeigt.
- Der Effekt der verschiedenen Deletionen auf die Zellproteinsynthese wurde in der Gegenwart und in Abwesenheit von nativem PE bestimmt. Die Ergebnisse sind in Tabelle 3 gezeigt. Die Strukturdomäne Ia (pJH14) und die Strukturdomänen I, die Hälfte von II und III (pJH13) wurden aus dem Pellet beschallter Zellen mit 8M Harnstoff extrahiert. 10 ul eines jeden Extrakts, entsprechend 3-5 ug rekombinante Proteine, wurde in jedem Assay verwendet. Die Strukturdomänen II, Ib und III (pJH8) waren im Überstand der beschallten BL21(DE&sub3;)/pJH8-Zellen vorhanden. 10 ul Extrakt, entsprechend 2 ug rekombinantes Toxin, wurden verwendet. Die Zellen wurden wie in Tabelle 3 gezeigt für 15 min mit und ohne nativem PE zu 0,1 ug/ml behandelt, worauf Waschen durch 1 ml DMEM folgte; inkubiert für 4 Stunden in DMEM und 0,2% BSA, danach inkubiert mit ³H-Leucin für 1 Stunde.
- Wie in Tabelle 4 gezeigt, wurde die Dosis, die den Tod bei Mäusen verursacht, dadurch bestimmt, daß Balb/c-Mäuse i.p. mit verschiedenen Mengen an PE oder PE Ia, enthalten in 1,0 ml steriler Kochsalzlösung und 10 mg/ml sterilem humanen Albumin, injiziert wurden. Die Tiere wurden täglich zwei Wochen lang überwacht. Alle Todesfälle ereigneten sich innerhalb 48 Stunden.
- Wie in Fig. 3 gezeigt, tötet ein Immuntoxin, das aus dem durch pJH8 hergestellten 45 kD Protein, welches durch eine Disulfidbindung an einen gegen den humanen Transferrin-Rezeptor (PE&sub4;&sub5;-HB21) gerichteten Antikörper konjugiert ist, besteht, humane Zellen, die den Transferrin-Rezeptor exprimieren (ID&sub5;&sub0; 3 ng/ml). Es hat wenig oder keine Wirkung bei 1000 ng/ml auf Mauszellen, die den humanen Transferrin-Rezeptor nicht exprimieren, während natives PE, das durch eine Sulfidbindung an HB21 konjugiert ist, nicht-spezifisch Mauszellen mit einer ID&sub5;&sub0; von 29 ng/ml tötet. Die Daten in Fig. 3 zeigen, daß die nicht-spezifische Toxizität von PE&sub4;&sub5;-HB21 100fach niedriger im Vergleich zu PE-HB21 ist.
- Das Molekulargewicht von PE&sub4;&sub5; wurde nachfolgend nochmals bestimmt. Es wurde gefunden, daß das Molekulargewicht dann 40.000 war.
- pJH8 wurde mit Tth 111I und SphI behandelt, um ein kleineres Plasmid pVC8 zu konstruieren, welches weniger AvaII-Stellen besitzt. pVC8 wurde partiell mit AvaII geschnitten und an ein synthetisches Oligonukleotid (30bp), das eine StuI-Stelle, eine Tth 111I-Stelle und ein Stoppkodon enthält, ligiert, um pVC31 zu erzeugen. pvc3l wurde mit Tth 111I geschnitten und mit einem Klenow-Fragment, einem Fragment der DNA-Polymerase, aufgefüllt und an einen Klon mit glatten Enden, der das alpha-TGF-Gen enthält, ligiert (pVC33). Die alpha-TGF DNA, p-hTGF-10-925 [Derynck et al., Cell, 38 : 287-297 (1984)] wurde mit EcoRI und BglI geschnitten, um ein 322 bp-Fragment zu erzeugen, welches isoliert, mit Fnu 4HI geschnitten und mit T4-Polymerase behandelt wurde, um ein 152 bp-Fragment zu erzeugen, welches wiederum an pVC31 ligiert wurde, um das Fusionsgen aus PE und alpha-TGF zu erzeugen. Dieses Plasmid produziert, wenn es in E.coli B121 exprimiert wird, ein Protein, das mit Antikörpern gegen alpha-TGF und gegen PE reagiert und ein Molekulargewicht von 51.000 besitzt.
- pVC8 wurde mit AvaII an der Position 1190 geschnitten, das 3,6 kb-Fragment isoliert, dessen einzelsträngige Enden mit Klenow-Enzym aufgefüllt und dephosphoryliert, um das Fragment I herzustellen. Der Klon PST-5 [Gallo et al., PNAS, 81:2543-2547 (1984] wurde PstI geschnitten, um ein 1 kb- Fragment von 11-2 herzustellen, welches danach mit Bsp 1286 an den Positionen 105 und 669 geschnitten und mit T4-Polymerase behandelt wurde, um die Enden aufzufüllen. Das 564 bp- Fragment wurde an das Fragment I ligiert, um pHL-1 zu erzeugen und in BL21-Expressionszellen transformiert. Nach Induktion wurde ein 60 kD-Protein hergestellt, das mit Antikörpern gegen IL-2 und gegen PE reagiert und ADP-Ribosylierungsaktivität besitzt. Tabelle 2 Konstruktion Domäne vorhanden Proteingröße pJH4 met, I, II, III 68 kd pJH7 III 28 kd pJH8 II, Ib, III 45 kd pJH13 I, Hälfte von II, III 63 kd pJH14 Ia 32 kd Tabelle 3 ³H-Leucin-Einbau (cm·10³ getestete Domäne ohne PE mit PE (I, IIf III) keine 11,2 ± 0,1 2,3 ± 0,2 Ia 11,5 ± 0,15 9,4 ± 0,3 II, Ib & III 11,7 ± 0,15 2,4 ± 0,2 I, ½ II, III 10,7 ± 0,15 9,2 ± 0,2 8 M Harnstoff 11,1 ± 0,1 2,9 ± 0,2 (10 ul) Tabelle 3 Toxin Dosis (ug) Tote PE&sub4;&sub5; 50 2/3 PE&sub4;&sub5; 20 0/3 PE&sub4;&sub5; 5 0/3 PE 10 3/3 PE 1, 0 3/3 PE 0,3 3/3 PE 0,2 1/3 PE 0,1 0/3
Claims (32)
1. Modifiziertes Pseudomonas-Exotoxin, welches
ADP-Ribosylierungsaktivität und die Fähigkeit, eine
Zellmembran zu passieren, umfaßt, und worin das Exotoxin eine
Modifizierung in der Rezeptor-bindenden Domäne Ia des nativen
Toxins umfaßt, die ausreichend ist, das modifizierte Toxin
weniger toxisch für humane oder tierische Zellen in vitro und
weniger toxisch für die Leber im Vergleich zu einem
nicht-modifizierten Pseudomonas-Exotoxin werden zu lassen,
wenn dieses in vivo verabreicht wird.
2. Konjugat aus einem zielorientierten Träger und Toxin,
welches für die Verwendung bei Menschen oder Säugetieren
geeignet ist, umfassend ein Toxin, welches an einen
zielorientierten Träger fusioniert ist, worin das Toxin ein
modifiziertes Pseudomonas-Exotoxin nach Anspruch 1 ist.
3. Konjugat nach Anspruch 2, worin der zielorientierte Träger
ausgewählt ist aus der Gruppe, bestehend aus einem Antigen,
einem Antikörper, einem Wachstumsfaktor, einem Hormon, einem
Lymphokin, einem Polypeptid-Zellerkennungsprotein, einem
Serumprotein, einem modifizierten Serumprotein, einem Endorphin,
einem Asialoglykoprotein, Insulin, Glucagon, luteinisierendem
Hormon, Fibroblastenwachstumsfaktor, Nervenwachstumsfaktor,
Melanocyten-stimulierendem Hormon, Bombesin und einem Lectin.
4. Konjugat nach Anspruch 2, worin der zielorientierte Träger
ausgewählt ist aus der Gruppe, bestehend aus Interleukin 2 und
α-transformierendem Wachstumsfaktor und einem Peptidhormon.
5. Immuntoxin, welches für die Verwendung bei Menschen oder
Tieren geeignet ist, umfassend ein Toxin, welches an einen
Antikörper fusioniert ist, der fähig ist, erkrankte oder
Krankheit verursachende Zellen zu erkennen, worin das Toxin
ein modifiziertes Pseudomonas-Exotoxin nach Anspruch 1 ist.
6. Immuntoxin nach Anspruch 5, worin das Exotoxin die Domänen
Ib, II und III des Pseudomonas-Exotoxins enthält.
7. Immuntoxin nach Anspruch 5, worin das Exotoxin das
rekombinante Pseudomonas-Exotoxin ist, welches durch das Plasmid
pJH8 kodiert ist, das unter der ATCC-Nr. 67208 hinterlegt ist.
8. Pseudomonas-Immuntoxin nach Anspruch 5, worin mindestens
eine Aminosäure aus der Domäne Ia des Exotoxins deletiert ist.
9. Pseudomonas-Immuntoxin nach Anspruch 5, worin mindestens 11
Aminosäuren in der Domäne Ia aus dem Exotoxin deletiert worden
sind.
10. Pseudomonas-Immuntoxin nach Anspruch 5, worin mindestens
25 Aminosäuren in der Domäne Ia aus dem Exotoxin deletiert
worden sind.
11. Pseudomonas-Immuntoxin nach Anspruch 5, worin mindestens
70 Aminosäuren in der Domäne Ia aus dem Exotoxin deletiert
worden sind.
12. Pseudomonas-Immuntoxin nach Anspruch 5, worin mindestens
130 Aminosäuren aus der Domäne Ia aus dem Exotoxin deletiert
worden sind.
13. Expressionsplasmid, umfassend DNA, welche eines der
Proteine nach den Ansprüchen 1 bis 12 kodiert.
14. Verfahren zum Herstellen eines modifizierten Pseudomonas-
Exotoxins nach Anspruch 1, umfassend das Transfizieren einer
geeigneten Wirtszelle mit einem Plasmid, umfassend, welche
das modifizierte Exotoxin kodiert, und das Kultivieren der
Wirtszelle unter Bedingungen, so daß das modifizierte
Pseudomonas-Exotoxin produziert wird.
15. Verfahren zum Herstellen eines Immuntoxins nach Anspruch
5, umfassend
a) das Transfizieren einer geeigneten Wirtszelle mit einem
Plasmid, welches das modifizierte Pseudomonas-Exotoxin nach
Anspruch 1 kodiert
b) das Kultivieren der Wirtszelle unter Bedingungen, so daß
das modifizierte Pseudomonas-Exotoxin produziert wird, und
c) das Konjugieren des modifizierten Exotoxins mit einem
Antikörper, um ein Immuntoxin herzustellen.
16. Verfahren nach Anspruch 15, worin das modifizierte
Pseudomonas-Exotoxingen die Domänen Ib, II und III des
Pseudomonas-Exotoxins enthält.
17. Verfahren zum Herstellen eines Konjugats aus einem
zielorientierten Träger und Pseudomonas-Exotoxin nach Anspruch 2,
umfassend das Transfizieren einer geeigneten Wirtszelle mit
einem Plasmid, umfassend eine DNA-Sequenz, welche das Konjugat
mit dem zielorientierten Träger kodiert, und das Kultivieren
der Wirtszelle unter Bedingungen, so daß ein Konjugat aus
einem zielorientierten Träger und Pseudomonas-Exotoxin
produziert wird.
18. Zusammensetzung, welche für die Verabreichung an ein
Säugetier zum Erreichen einer zielorientierten zytotoxischen
Aktivität in dem Säugetier geeignet ist, worin die
Zusammensetzung ein Konjugat nach einem der Ansprüche 2 bis 12 in
einem pharmazeutisch annehmbaren Träger umfaßt.
19. Rekombinantes Plasmid, umfassen- DNA, welche die
Aminosäuren 253 bis 364 der Domäne II des Pseudomonas-Exotoxins
kodiert.
20. Rekombinantes Plasmid nach Anspruch 19, worin das Plasmid
pJH12 ist, welches unter der ATCC-Nr. 67205 hinterlegt ist.
21. Rekombinantes Plasmid, umfassend DNA, welche ein
modifiziertes Pseudoinonas-Exotoxin nach Anspruch 1 kodiert, fusioniert
an DNA, welche mindestens die Aminosäuren 35 bis 223
von Interleukin 2 kodiert.
22. Rekombinantes Plasmid nach Anspruch 21, worin das Plasmid
pHL-1 ist, welches unter der ATCC-Nr. 67206 hinterlegt ist.
23. Rekombinantes Plasmid, umfassend DNA, welche ein
modifiziertes Pseudomonas-Exotoxin nach Anspruch 1 kodiert, fusioniert
an DNA, welche α-TGF kodiert.
24. Rekombinantes Plasmid nach Anspruch 23, worin das Plasmid
pVC33 ist, welches unter der ATCC-Nr. 67207 hinterlegt ist.
25. Rekombinantes Plasmid, umfassend DNA, welche ein modifiziertes
Pseudomonas-Exotoxin nach Anspruch 1 kodiert.
26. Rekombinantes Plasmid nach Anspruch 25, worin das Plasmid
pJH8 ist, welches unter der ATCC-Nr. 67208 hinterlegt ist.
27. Rekombinantes Plasmid, umfassend DNA, welche die
strukturelle Domäne Ia des Pseudomonas-Exotoxins kodiert.
28. Rekombinantes Plasmid nach Anspruch 27, worin das Plasmid
pJH14 ist, welches unter der ATCC-Nr. 67209 hinterlegt ist.
29. Modifiziertes Pseudomonas-Exotoxin nach Anspruch 1, worin
das Exotoxin genetisch modifiziert worden ist.
30. Konjugat aus einem Antigen und Toxin nach Anspruch 3,
worin das Exotoxin durch rekombinante Techniken modifiziert
worden ist.
31. Verwendung eines Exotoxins nach Anspruch 1 oder eines
Exotoxins, welches durch eines der Plasmide nach den Ansprüchen
19 bis 28 kodiert ist, für die Herstellung eines Impfstoffes
für aktive Immunisierung.
32. Verwendung eines Konjugats nach einem der Ansprüche 2 bis
12 für die Herstellung eines Medikaments zum Behandeln von
Krebs.
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