DE69021529T2

DE69021529T2 - Reaktionsgefäss.

Info

Publication number: DE69021529T2
Application number: DE69021529T
Authority: DE
Inventors: Tokio Kano; Toshinobu Niimura; Hiroyuki Yonekawa
Original assignee: Olympus Optical Co Ltd
Current assignee: Beckman Coulter Inc
Priority date: 1989-12-27
Filing date: 1990-12-24
Publication date: 1996-04-18
Anticipated expiration: 2010-12-25
Also published as: EP0435246A2; JPH04145947A; EP0435246A3; US5066465A; EP0435246B1; DE69021529D1

Description

Diese Erfindung betrifft ein Reaktionsgefäß zum Durchführen von Agglutinationsreaktionen und insbesondere ein Reaktionsgefäß, das zur Blutanalyse verwendet wird, welche immunologische Antigen-Antikörperreaktionen einschließt.
Herkömmliche Reaktionsgefäße, welche für Nachweise unter Verwendung von immunologischen Agglutinationsreaktionen verwendet werden, sind beispielsweise von dem Typ, welcher in dem US-Patent Nr. 4,303,616 offenbart ist. Diese Reaktionsgefäße werden gewöhnlich durch den Gattungsnamen Mikrotiterplatten bezeichnet.
Ein Nachweisverfahren, welches diese Art von Reaktionsgefäß verwendet, ist das Partikelagglutinationsverfahren, wodurch Antigene oder Antikörper in der Probe auf der Grundlage einer immunologischen Agglutinat ions reaktion nachgewiesen werden. In diesem Verfahren wird ein spezifischer Markerpartikel verwendet und Antigene oder Antikörper, welche spezifisch mit der gemessenen Substanz konjugieren, werden auf der Oberflache des Partikels beschichtet. Um beispielsweise Viren im Blut nachzuweisen, wird ein künstlicher Markerpartikel, auf welchem die Antikörper gegen das Virus beschichtet sind, verwendet. Das Verfahren wird unter Verwendung des genannten Reaktionsgefäßes wie folgt durchgeführt. Zuerst werden die Markerpartikel mit der Probe in dem Reaktionsgefäß gemischt, es findet eine immunologische Reaktion mit den Antigenen oder Antikörpern in der Probe statt, und die Markerpartikel sammeln sich auf einer der Wände (beispielsweise dem Boden) des Reaktionsgefäßes. Die Partikel, welche sich auf der Wand des Gefäßes sammeln, haben jedoch ein unterschiedliches Verteilungsmuster, welches abhängig ist davon, ob eine immunologische Reaktion mit der in der Probe zu messenden Substanz auftrat oder nicht. Es ist daher möglich, aus dem Verteilungsmuster von Markerpartikeln auf der Wand des Gefäßes eine positive oder negative Reaktion für die Substanz zu bestimmen.
Ein anderes Verfahren, das gemischte Agglutinationsverfahren, wurde von A.S. Wiener und M.F. Herman berichtet. Dieses Verfahren wurde nachfolgend schrittweise verbessert, so daß es sogar Blutgruppen bestimmen konnte. Um eine Blutgruppe zu bestimmen, wird beispielsweise unter Verwendung des genannten Reaktionsgefäßes das folgende Verfahren durchgeführt. Zuerst werden geeignete Mengen einer feststehenden Konzentration an roten Blutzellen und einer feststehenden Verdünnung von Serum in dem Reaktionsgefäß gemischt und es wird ihnen erlaubt, eine gewisse Zeit lang zu stehen. Wie in dem oben beschriebenen Verfahren ist das Verteilungsmuster von sedimentierten roten Blutzellen verschieden, je nachdem ob eine immunologische Reaktion zwischen Antigenen auf den roten Blutzellen und Antikörpern in dem Serum auftrat oder nicht. Es ist daher möglich, aus dem Verteilungsmuster der sedimentierten roten Blutzellen eine positive oder negative Reaktion zu bestimmen.
In dem Reaktionsgefäß, welches in dem US-Patent Nr. 4,303,616 beschrieben ist, werden jedoch wenigstens ca. 50 ul Flüssigkeit benötigt, um ein stabiles und genaues Verteilungsmuster zu bilden. Wenn die Menge an Flüssigkeit weniger als 50 ul beträgt, wird die Sedimentation der Partikel gestört und wird aufgrund der Oberflächenspannung unregelmäßig, und das Verteilungsmuster bildet sich nicht in korrekter Weise. Aus diesem Grund ist eine Tiefe der Reaktionslösung in diesem Reaktionsgefäß von nicht weniger als 3 mm nötig. Darüber hinaus benötigt aus diesem Grund das Verteilungsmuster eine lange Zeit, um sich zu bilden. In anderen Worten, die Partikel, wie zum Beispiel rote Blutzellen, welche das Verteilungsmuster bilden, müssen sich über einen beträchtlichen Abstand bewegen, und als eine Folge ist die Zeit lang, welche benötigt wird, um das Muster zu bilden.
Das oben angeführte Problem, nämlich daß das Verteilungsmuster nicht korrekt gebildet wird, wenn die Menge an Flüssigkeit zu klein ist, kann in einem gewissen Ausmaß dadurch überwunden werden, daß der Innendurchmesser des Reaktionsgefäßes kleiner gemacht wird. In diesem Fall kommt jedoch die Oberflächenspannung zwischen der Reaktionslösung und den Wänden des Reaktionsgefäßes ins Spiel und die Flüssigkeitsoberfläche senkt oder hebt sich wieder unregelmäßig. Das Ergebnis ist, daß es schwierig wird das Verteilungsmuster zu messen, welches sich akkurat gebildet hat.
Wenn der Innendurchmesser des Gefäßes kleiner gemacht wird, so daß die Flüssigkeitsmenge kleiner wird, wird weiterhin die Zeit, welche benötigt wird, um das Verteilungsmuster zu bilden, kürzer, aber dann entsteht das Problem, daß es nötig ist, winzige Reagenzmengen zu handhaben. Insbesondere wenn die Menge an Flüssigkeit nicht größer als 5 ul ist, wird es technisch extrem schwierig, Reagenzien genau mit hoher Reproduzierbarkeit zu pipettieren.
EP-A-0 321 736 beschreibt eine Vorrichtung für Agglutinationsreaktionen zum Durchführen von Agglutinationsimmunassay- Reaktionen, welche eine erste hydrophile Oberfläche und eine parallele zweite Oberfläche umfaßt, wobei die erste Oberfläche Kanäle aufweist, so daß, wenn die erste und zweite Oberfläche miteinander in Kontakt gebracht werden, eine Agglutinationsreaktionskammer gebildet wird, um ein Fluid durch eine Kapillarwirkung zu leiten. Diese Vorrichtung enthält vorzugsweise Rillen, um den Fluß des Fluids zu steuern.
Diese Erfindung zielt darauf ab, ein Reaktionsgefäß für Agglutinationsreaktionen zur Verfügung zu stellen, worin ein akkurates Verteilungsmuster von sedimentierten Partikein in einer kurzen Zeit gebildet wird und das erhaltene Verteilungsmuster akkurat bestimmt werden kann.
Diese Ziele werden durch eine Reaktionsvorrichtung, wie in Anspruch 1 beansprucht, erreicht. Die Reaktionsvorrichtung ist mit einem Probeneinlaßkanal mit einer Querschnittsfläche, welche geeignet ist, um die Probe durch Kapillarität in das Innere des Reaktionsgefäßes zu saugen, einer Vertiefung, welche auf der inneren Wand des Einlaßkanals angeordnet ist, und einer transparenten Platte mit einer flachen Oberfläche gegenüber von der Vertiefung versehen.
Der Probeneinlaßkanal umfaßt im allgemeinen eine untere Platte, in welcher die Vertiefung gebildet ist, eine transparente Platte, welche so angeordnet ist, daß ihre flache Oberfläche der Vertiefung in der unteren Platte gegenüberliegt, ünd Abstandhalter können zwischen der unteren Platte und der transparenten Platte eingefügt werden.
In dem Reaktionsgefäß gemäß dieser Erfindung wird die Probe mittels Kapillarität eingeführt. Von der Öffnung des Probeneinlaßkanals bewegt sich die Probe unter Kapillarität, um die Vertiefung in der Innenwand des Kanals zu erreichen, und aus diesem Grund muß die Querschnittsfläche des Probeneinlaßkanals geeignet sein, um die Probe durch Kapillarität in das Innere des Gefäßes zu saugen. Die Querschnittsfläche ändert sich gemäß der Probe, welche gemessen wird, aber wenn die Probe aus Blutbestandteilen besteht, ist sie vorzugsweise 0,2 - 5 mm
Das Auftreten oder Nichtauftreten einer Agglutinationsreaktion wird in der Vertiefung in der Innenwand des Probeneinlaßkanals durch die transparente Platte gegenüber der Vertiefung beobachtet. Diese Vertiefung kann mehrere Formen haben. Sie kann beispielsweise konisch oder halbkugelförmig sein, oder sie kann eine Rille mit V-förmigem oder U-förmigem Querschnitt sein. Es können ebenfalls mehrere Vertiefungen im Probeneinlaßkanal vorliegen.
Diese Erfindung kann vollständiger aus der folgenden detaillierten Beschreibung verstanden werden, wenn sie im Zusammenhang mit den begleitenden Zeichnungen gesehen wird, in welchen:
Fig. 1A eine perspektivische Ansicht ist, die eine Ausführungsform des Reaktionsgefäßes gemäß der Erfindung zeigt;
Fig. 1B eine Draufsicht ist, die aus der Richtung M1 des in Fig. 1A gezeigten Reaktionsgefäßes gesehen wird;
Fig. 1C ein Querschnitt durch N1 des in Fig. 1B gezeigten Reaktionsgefäßes ist;
Fig. 2A ein Sedimentations-Partikelverteilungsmuster ist, welches erhalten wurde, wenn in einem Agglutinationstest, der unter Verwendung des Reaktionsgefäßes, das in den Fign. 1A - 1C gezeigt ist, durchgeführt wurde, eine Agglutinationsreaktion auftrat;
Fig. 2B ein Sedimentations-Partikelverteilungsmuster ist, welches erhalten wurde, wenn in einem Agglutinationstest, der unter Verwendung des Reaktionsgefäßes, das in den Fign. 1A - 1C gezeigt ist, durchgeführt wurde, keine Agglutinationsreaktion auftrat;
Fig. 3A eine perspektivische Ansicht einer Modifikation mit einer unterschiedlichen Gestalt der Abstandhalter ist;
Fig. 3B eine Draufsicht des Reaktionsgefäßes ist, welches in Fig. 3A gezeigt wird;
Fig. 4A eine perspektivische Ansicht einer anderen Modifikation mit einer unterschiedlichen Gestalt der Abstandhalter ist;
Fig. 4B eine Draufsicht des Reaktionsgefäßes ist, welches in Fig. 4A gezeigt wird;
Fig. 5A eine perspektivische Ansicht einer Modifikation ist, welche eine Rille anstatt einer Vertiefung aufweist;
Fig. 5B eine Draufsicht ist, die aus der Richtung M2 des in Fig. 5A gezeigten Reaktionsgefäßes gesehen wird;
Fig. 5C eine Draufsicht ist, die aus der Richtung N2 des in Fig. 5A gezeigten Reaktionsgefäßes gesehen wird;
Fig. 6A ein Sedimentations-Partikelverteilungsmuster ist, welches erhalten wurde, wenn in einem Agglutinationstest, der unter Verwendung des in den Fign. 5A - 5C gezeigten Reaktionsgefäßes durchgeführt wurde, eine Agglutinationsreaktion auftrat;
Fig. 6B ein Sedimentations-Partikelverteilungsmuster ist, welches erhalten wurde, wenn in einem Agglutinationstest, der unter Verwendung des in den Fign. 5A - 5C gezeigten Reaktionsgefäßes durchgeführt wurde, keine Agglutinationsreaktion auftrat;
Fig. 7A eine perspektivische Ansicht einer anderen Modifikation mit einer Rille anstatt einer Vertiefung ist;
Fig. 7B eine Draufsicht des in Fig. 7A gezeigten Reaktionsgefäßes ist;
Fig. 7C ein Querschnitt des in Fig. 7A gezeigten Reaktionsgefäßes ist;
Fig. 8A eine Draufsicht einer anderen Modifikation mit einer Rille anstatt einer Vertiefung ist;
Fig. 8B eine Draufsicht des in Fig. 8A gezeigten Reaktionsgefäßes ist;
Fig. 8C ein Querschnitt des in Fig. 8A gezeigten Reaktionsgefäßes ist;
Fig. 9A eine Draufsicht einer weiteren Modifikation mit einer Rille anstatt einer Vertiefung ist;
Fig. 9B eine Draufsicht des in Fig. 9A gezeigten Reaktionsgefäßes ist;
Fig. 9C ein Querschnitt des in Fig. 9A gezeigten Reaktionsgefäßes ist;
Fig. 10A eine perspektivische Ansicht einer anderen Modifikation ist, mit einer Rille, welche sich rechtwinklig zu dem Probeneinlaßkanal ausdehnt;
Fig. 10B eine Draufsicht des in Fig. 10A gezeigten Reaktionsgefäßes ist;
Fig. 10C ein Querschnitt durch N3 des in Fig. 10B gezeigten Reaktionsgefäßes ist;
Fig. 11 eine Ansicht ist, welche ein Verfahren in einem Agglutinationstest unter Verwendung des in den Fign. 1A - 1C gezeigten Reaktionsgefäßes zeigt;
Fig. 12 eine Ansicht ist, welche ein anderes Verfahren in einem Agglutinationstest unter Verwendung des in den Fign. 1A - 1C gezeigten Reaktionsgefäßes zeigt.
Wie oben beschrieben, ist bei dem Reaktionsgefäß dieser Erfindung eine flache Wand gegenüber dem Probeneinlaßkanal über der Vertiefung in einem sehr kleinen Abstand entfernt, welcher durch Kapillarität überwunden werden kann. Die Tiefe der Probe in der Vertiefung, wo die Messung durchgeführt wird, ist durch die gegenüberliegende Wand begrenzt und ist sehr flach. Der Abstand, über welchen sich die sedimentierten Partikel bewegen, ist daher sehr stark vermindert, und das Verteilungsmuster wird in einer kurzen Zeit gebildet. Da sich weiterhin die Flüssigkeitsoberfläche der Probe in Kontakt mit der flachen gegenüberliegenden Wand befindet, wird die Flüssigkeitsoberfläche flachgehalten und es gibt keine Störung des Verteilungsmusters der Partikel. Da darüber hinaus die Flüssigkeitsoberfläche der A Probe flachgehalten werden kann, kann die Vertiefung sehr w klein gemacht werden, so daß der Abstand, über welchen sich die sedimentierten Partikel bewegen, sogar noch weiter vermindert werden kann.
Weiterhin kann die Probe mittels Kapillarität eingeführt werden, beispielsweise indem sie in die Öffnung des Probeneinlaßkanals getropft wird. In diesem Fall ist die Flüssigkeitsmenge in der Vertiefung immer konstant, unabhängig von der eingetropften Menge. Es ist daher nicht besonders nötig, kleine Menge genau zu pipettieren.
Wir werden nun eine Ausführungsform des Reaktionsgefäßes in dieser Erfindung mit Bezug auf die Zeichnungen beschreiben.
Fig. 1A ist eine perspektivische Ansicht des Reaktionsgefäßes gemäß dieser Erfindung; Fig. 1B ist eine Draufsicht aus der Richtung M1 des in Fig. 1A gezeigten Reaktionsgefäßes; und Fig. 1C ist ein Querschnitt durch N1 des in Fig. 1A und Fig. 1B gezeigten Reaktionsgefäßes. Wie man aus diesen Fign. sehen kann, sind die untere Platte 1 und die obere Platte 3 im wesentlichen parallel auf jeder Seite der zwei Abstandhalter 2 angeordnet. Die untere Platte 1 und die obere Platte 3 sind beide aus transparenten Teilen gefertigt und eine Vertiefung mit konischer Gestalt wird in der unteren Platte 1 zur Verfügung gestellt. Der Teil 5, welcher durch die untere Platte 1 umgeben ist, die obere Platte 3 und die zwei Abstandhalter 2 bilden einen Probeneinlaßkanal zum Einführen der Probe und sind ebenfalls die Reaktionszone, wo die Agglutinationsreaktion stattfindet. Die zwei Seiten, wo die Abstandhalter nicht eingefügt werden, bilden die Probeneinlaßöffnung 11 aus, in welche die Probe entweder eingespritzt oder gesaugt wird.
In diesem Reaktionsgefäß ist es bevorzugt, daß die Dicke der Abstandhalter 2, das heißt der Abstand zwischen der unteren Platte 1 und der oberen Platte 3, 0,05 - 1,0 mm beträgt und daß der Abstand zwischen den Abstandhaltern 2 0,1 - 5,0 mm beträgt. Weiterhin ist es bevorzugt, daß der Durchmesser der konischen Vertiefung 4 in der unteren Platte 1 0,1 - 1,0 mm beträgt, daß ihre Tiefe 0,02 - 1,0 mm beträgt und daß der Winkel, welcher durch die zwei Neigungen (generators) der konischen Vertiefung 4, welche in Fig. 1C gezeigt ist, erzeugt wird, 60 - 160º beträgt.
Dieses Reaktionsgefäß kann verwendet werden, um festzustellen, ob eine Agglutinationsreaktion auftrat oder nicht. In dem Fall, wo beispielsweise dieses Reaktionsgefäß verwendet wird, um das Auftreten einer Reaktion zwischen Blutzellen und Antikörpern im Serum zu bestimmen, wird das folgende Verfahren durchgeführt.
Zuerst werden eine festgelegte Konzentration einer Blutzellensuspension und eine festgelegte Serumverdünnung in einem Teströhrchen gemischt. Die Mischung wird dann durch eine Pipette angesaugt, und eine geeignete Menge wird in die Probeneinlaßöffnung 11 getropft. Die eingetropfte gemischte Lösung verteilt sich dann durch Kapillarität über die Reaktionszone 5 hinweg. Dem Reaktionsgefäß wird erlaubt, ungestört für eine gewisse Zeit lang zu stehen, und die Blutzellen sedimentieren auf der unteren Platte 1 der Reaktionszone 5. Das Zellen-Verteilungsmuster, welches sich in der konischen Vertiefung 4 bildet, unterscheidet sich, je nachdem ob eine Antigen-Antikörperreaktion auftrat oder nicht, und es ist daher möglich, das Auftreten dieser Reaktion zu verifizieren. Wenn die Blutzellen aufgrund einer Antigen-Antikörperreaktion agglutinierten, bilden die Zellen ein positives Muster 8, wobei sie gleichmäßig auf den sich neigenden Wänden und dem Boden der Vertiefung 4 verteilt sind, wie in Fig. 2A gezeigt wird. Wenn auf der anderen Seite keine Reaktion auftrat und die Blutzellen nicht agglutinierten, gleiten die Zellen an den sich neigenden Wänden der Vertiefung 4 nach unten, um ein negatives Muster 9 zu bilden, wobei sie im Zentrum des Konus konzentriert sind, wie in Fig. 2B gezeigt wird.
Auf der flachen Fläche 10 außerhalb der Vertiefung 4 der Reaktionszone 5 sedimentieren die Zellen gleichmäßig und die Konzentration der Blutsuspension, welche in der Reaktion verwendet wurde, kann daher gemessen werden. Das Zellverteilungsmuster kann ebenfalls auf der Grundlage dieser Blutzellenkonzentration korrigiert werden.
Konzentrische Rillen können auf den Seitenwänden der konischen Vertiefung 4 zur Verfügung gestellt werden, wie in der japanischen Patentanmeldung Nr. 54-77643 offenbart ist, aber wenn die Vertiefung 4 ausreichend klein ist, besteht keine besondere Notwendigkeit für solche Rillen. Die Bedeutung von "ausreichend klein" ist in diesem Zusammenhang, daß der Durchmesser der Vertiefung 4 innerhalb mehrerer hundert Male des Partikeldurchmessers liegt, und wenn die Partikel rote Blutzellen sind, entspricht dieses einem Durchmesser innerhalb ungefähr 400 um.
Wenn die Vertiefung 4 klein gemacht wird, um das Verteilungsmuster in einer kurzen Zeit zu bilden, wird das Muster ebenfalls klein sein und mit dem bloßen Auge schwer zu beobachten sein. In diesem Fall kann das Muster mit der Hilfe einer Linse oder einer anderen Vorrichtung vergrößert beobachtet werden.
In dem in den Fign. 1A - 1C gezeigten Reaktionsgefäß können rechtwinklige Abstandhalter verwendet werden. Die Gestalt der Abstandhalter ist jedoch nicht auf rechtwinklig beschränkt und Abstandhalter, wie zum Beispiel ein Abstandhalter 6 oder 7 mit der in den Fign. 3A - 4B gezeigten Gestalt, können ebenfalls verwendet werden. Ein Verwenden von Abstandhaltern dieser Gestalt erweitert die Probeneinlaßöffnung, so daß das Pipettieren einer Probe leichter wird.
Die Gestalt der Vertiefung 4 in der unteren Platte 1 des w Reaktionsgefäßes ist darüber hinaus nicht auf konisch beschränkt, und es kann jede Gestalt verwendet werden, vorausgesetzt, daß die sich neigenden Wände der Vertiefung einen geeigneten Neigungswinkel aufweisen. Ein Beispiel einer anderen möglichen Gestalt ist halbkugelförmig.
Wie weiterhin in den Fign. 5A - 5C gezeigt, kann eine V- förmige Rille 51 anstelle der Vertiefung 4 zur Verfügung gestellt werden. Bei diesem Typ von Reaktionsgefäß ist das Pipettieren von Blutzellsuspensionen besonders einfach.
Das Auftreten oder Nichtauftreten einer Agglutinationsreaktion kann ebenfalls in dem in den Fign. 5A - 5C gezeigten Reaktionsgefäß durch dasselbe Verfahren, wie es mit dem in den Fign. 1A - 1C gezeigten Reaktionsgefäß verwendet wurde, festgestellt werden. Wenn ein Test durchgeführt wird, um das Auftreten oder Nichtauftreten einer Reaktion von Blutzellen mit Antikörpern im Serum durch das oben beschriebene Verfahren festzustellen, wird beispielsweise ein Verteilungsmuster erhalten, welches in Fig. 6A oder 6B gezeigt ist, abhängig davon, ob die Reaktion stattfand. Fig. 6A ist eine Zeichnung eines positiven Musters 61, in dem Fall, wo die Partikel agglutinierten, folglich sind die Partikel über die gesamten sich neigenden Oberflächen der V-förmigen Rille 51 verteilt. Fig. 6B ist eine Zeichnung eines negativen Musters 62, in dem Fall, wo eine Antigen-Antikörperreaktion nicht auftrat, wobei sich fast alle Blutzellen auf dem Boden der V-förmigen Rille 51 sammelten. Weiterhin sind die sedimentierten Partikel 63 auf der unteren Platte 1 außerhalb der V-förmigen Rille 51 in beiden Fällen gleichmäßig verteilt.
Zusätzlich zu dem Reaktionsgefäß, welches in den Fign. 5A - 5C gezeigt ist, kann das Reaktionsgefäß mit einer V-förmigen Rille in der unteren Platte 1 ebenfalls von dem Typ sein, welcher in den Fign. 7A - 10C gezeigt ist.
Das Reaktionsgefäß, welches in den Fign. 7A - 7C gezeigt ist, ist dasselbe, wie das in den Fign. 5A - 5C, außer daß die Abstandhalter 2 entfernt wurden und die obere Platte 3 direkt in der unteren Platte 1 befestigt ist. In diesem Fall fungiert die V-förmige Rille 51 ebenfalls als der Probeneinlaßkanal. Bei diesem Typ von Reaktionsgefäß ist es nicht möglich, die Menge an sedimentierten Partikeln zu messen, und es kann nur das Partikelverteilungsmuster in der Reaktionszone 58 beobachtet werden.
Bei dem Reaktionsgefäß, welches in den Fign. 8A - 8C gezeigt ist, wird eine V-förmige Rille zur Verfügung gestellt, wobei sich der Neigungswinkel der sich neigenden Oberfläche der Rille kontinuierlich ändert. Der Neigungswinkel der V-förmigen Rille ändert sich kontinuierlich von einer steilen Neigung in Teil 81 der Rille zu einer leichten Neigung in Teil 82 der Rille. Bei diesem Typ von Reaktionsgefäß kann die Kohäsionskraft gemessen werden. Die Partikel neigen dazu, auf der Wandoberfläche, wo die Neigung steiler ist, zu bleiben, wenn die Kohäsionskraft stärker ist, so daß gilt, je mehr Partikel, welche sich nahe Teil 81 der Rille gesammelt haben, desto stärker die Kohäsionskraft.
Bei dem Reaktionsgefäß, welches in den Fign. 9A - 9G gezeigt ist, wird eine Rille 91, deren Gestalt die Hälfte einer V-Gestalt ist, auf der unteren Platte 1 zur Verfügung gestellt.
Bei dem Reaktionsgefäß, welches in den Fign. 10A - 10C gezeigt ist, wird eine V-förmige Rille 101 rechtwinklig zu dem Probeneinlaßkanal zur Verfügung gestellt.
Bei dem Reaktionsgefäß, welches mit einer Rille anstatt einer Vertiefung in der unteren Platte 1 versehen ist, muß daher die Rille nicht notwendigerweise V-förmig sein sondern kann beispielsweise U-förmig sein.
Weiterhin muß die Anzahl an Vertiefungen oder Rillen, welche in der Reaktionszone 5 zur Verfügung gestellt werden, nicht aüf eine beschränkt sein, und es können mehrere Rillen oder Vertiefungen zur Verfügung gestellt werden. Durch ein Zur-Verfügung-Stellen von mehreren Vertiefungen oder Rillen können mehrere Verteilungsmuster gleichzeitig gebildet werden und die Genauigkeit der Messung kann so erhöht werden.
Wir werden nun einige Agglutinationstests unter Verwendung des Reaktionsgefäßes dieser Erfindung beschreiben.

Beispiel 1

Bestimmung der menschlichen Blutgruppen AB0

Wir werden die Bestimmung der menschlichen Blutgruppen AB0 unter Verwendung des Reaktionsgefäßes aus den Fign. 1A - 1C mit Bezug auf Fig. 11 beschreiben.
Zuerst wird eine Blutprobe durch Zentrifugation oder ein anderes geeignetes Verfahren in einen Blutzellenbestandteil 13 und einen Blutserumbestandteil 12 getrennt. Wenn das Blut mit einem Antikoagulans, wie zum Beispiel Heparin behandelt wurde, wird der Blutserumbestandteil 12 Plasma sein. als nächstes werden 2 ul des Blutzellenbestandteils 13 und 118 ul einer vorher hergestellten Lösung 15 in einem Teströhrchen 17 gemischt und zuerst zusammen vorreagiert. Diese Lösung 15 besteht aus einer anti-A-Serumverdünnung, welche durch Verdünnen von Standard anti-A-Serum (Orso Co.) auf 1/30 mit physiologischer Salzlösung hergestellt wurde. Nach der anfänglichen Reaktion wurden 5 ul der Blutzellensuspension 16 mittels einer Pipette 18 in die Reaktionszone 5 des Reaktionsgefäßes 19 pipettiert. Unter Verwendung eines Reaktionsgefäßes, bei welchem der Abstand zwischen der unteren Platte 1 und der oberen Platte 3 80 um beträgt, die Länge der sich neigenden Wand der konischen Vertiefung 4 500 um beträgt und die Tiefe der Vertiefung 4 250 um beträgt, ist die Sedimentation aller menschlichen roten Blutzellen auf dem Boden der Vertiefung 4 in ca. 10 Minuten vollständig. Nach Pipettieren der Blutzellensuspension 16 wird daher das Reaktionsgefäß ca. 10 Minuten lang bei 36ºC in einem Inkubator gelassen (20).
Nachdem die Reaktion vollständig ist, wird das Reaktionsgefäß 19 in den Meßbereich übertragen. Der Meßbereich umfaßt eine Lichtquelle 21 und ein optisches Mikroskopsystem 23, um das Blutzellenverteilungsmuster vergrößert zu beobachten, und es weist ebenfalls einen Photosensor 24 auf, um die vergrößerte Blutzellenverteilung in der Reaktionszone (22) abzubilden. Das Auftreten oder Nichtauftreten einer Antigen-Antikörperreaktion wird bestimmt, indem die Reaktionszone 5 des Reaktionsgefäßes 19 mittels eines optischen Systems 23 vergrößert wird, und das Blutzellenverteilungsmuster beobachtet wird. Wahlweise kann, anstelle das Muster mit dem bloßen Auge zu beobachten, das durch den Photosensor 24 erhaltene Bild durch einen Computer analysiert werden, um das Auftreten oder Nichtauftreten der Reaktion zu bestimmen.
Wenn die gemessene Blutzellenverteilung ein Muster des Typs ausweist, welcher in Fig. 2A gezeigt ist, zeigt das, daß A- Antigene auf der Oberfläche der Blutzellen in der Probe vorhanden sind, und daß die Blutzellen aufgrund von anti-A- Antikörpern agglutiniert haben. Wenn auf der anderen Seite die Blutzellenverteilung ein Muster des Typs aufweist, welcher in Fig. 28 gezeigt ist, zeigt das, daß keine A-Antigene auf der Oberfläche der Blutzellen in der Probe vorhanden sind, und daß sich die Zellen frei entlang den sich neigenden Wänden der konischen Vertiefung 4 nach unten bewegten.
10 Die Reaktivität der Probe in Bezug auf anti-B-Serum wird auf demselben Weg gemessen, und aus ihrer gemessenen Aktivität, bezogen auf anti-A-Serum und anti-B-Serum kann die Blutgruppe der Probe bestimmt werden. Wenn die Blutzellen in der Probe bezogen auf sowohl anti-A-Serum als auch anti-B-Serum eine Antigen-Antikörperreaktion zeigten, ist die Blutgruppe der Probe AB; wenn nur mit Bezug auf anti-A- Serum eine Reaktion auftrat, ist die Blutgruppe der Probe A; wenn nur mit Bezug auf anti-B-Serum eine Reaktion auftrat, ist die Blutgruppe der Probe B; während, wenn keine Reaktion mit einem der Seren auftrat, die Blutgruppe der Probe 0 ist.
Die Bestimmung der Blutgruppe, welche vorher 60 Minuten benötigte, kann unter Verwendung des Reaktionsgefäßes dieser Erfindung in ca. 10 Minuten erreicht werden.

Beispiel 2

Test auf Anti-HIV-Antikörper

Wir werden einen Test auf anti-HIV-Antikörper unter Verwendung des Reaktionsgefäßes aus den Fign. 1A - 1C beschreiben.
Zuerst wird eine Blutprobe durch Zentrifugation oder ein anderes geeignetes Verfahren in einen Blutzellenbestandteil 13 und einen Blutserumbestandteil 12 getrennt. Wenn das Blut mit einem Antikoagulans, wie zum Beispiel Heparin behandelt wurde, wird der Blutserumbestandteil 12 Plasma sein. Nach der Trennung werden 2 ul des überstehenden Blutserumbestandteils 12 und 5 ul einer vorher hergestellten lösung 15 in einem Teströhrchen 17 gemischt und zuerst zusammen vorreagiert. Diese Lösung 15 besteht aus sensibilisierten Partikeln, welche mit physiologischer Salzlösung auf 1,0% (v/v) verdünnt wurden, wobei organisch synthetisierte Peptide, welche eine identische Aminosäuresequenz zu HIV-Antigen aufweisen, auf der Oberfläche dieser sensibilisierten Partikel beschichtet sind. Die sensibilisierten Partikel können aus synthetischen Partikeln aus Polystyrol oder Gelatine, die chemisch modifiziert wurden, tierischen roten Blutzellen, welche durch Glutaraldehyd oder dergleichen fixiert wurden, oder ähnlichen Partikeln bestehen. Das Antigen, welches verwendet wurde, um die Partikel zu sensibilisieren, kann ein inaktiviertes Virus oder ein rekombinantes Protein sein, welches von Escherichia coli oder dergleichen unter Verwendung von Genmanipulationstechniken hergestellt wurde. Wenn die Vorreaktion abgeschlossen ist, werden 25 ul einer Suspension der sensibilisierten Partikel mittels einer Pipette 18 in die Reaktionszone 5 des Reaktionsgefäßes 19 pipettiert, und die Suspension wird 10 Minuten lang bei Raumtemperatur inkubiert.
Nachdem die Reaktion vollständig ist, wird die Verteilung der Partikel, welche sich in der Zone 5 des Reaktionsgefäßes 19 abgesetzt haben, unter Verwendung desselben Verfahrens wie in Beispiel 1 beobachtet. Wenn die gemessene Partikelverteilung ein Muster des Typs ergibt, welcher in Fig. 2A gezeigt ist, zeigt das, daß anti-HIV-Antikörper in dem Serum der Probe vorhanden sind und daß die Partikel aufgrund der anti-HIV-Antikörper agglutiniert sind. Wenn auf der anderen Seite die Partikelverteilung ein Muster des Typs ergibt, welcher in Fig. 2B gezeigt ist, zeigt das, daß keine Antikörper in der Probe vorhanden sind, welche mit den Oberflächenantigenen der sensibilisierten Partikel reagieren.
Durch Variieren des Antigen-Typs, welcher auf den Partikeln beschichtet ist, kann ein Test auf andere Viren oder Bakterien als HIV, wie zum Beispiel HTLV-1, HB oder Gonococcus durchgeführt werden. Weiterhin kann unter Verwendung von Antikörper-sensibilisierten Partikeln ein Antigentest auf HBS, Arzneimittel oder Krebsmarker durchgeführt werden. Wenn weiterhin Partikel mit mehreren verschiedenen Farben entsprechend mit verschiedenen Antikörpern oder Antigenen kombiniert werden und beispielsweise eine Farb-CCD-Kamera als Photosensor 24 verwendet wird, können Tests auf mehrere Antikörper oder Antigene in einem Arbeitsgang durchgeführt werden.
Während der Test auf anti-HIV-Antikörper unter Verwendung des herkömmlichen Agglutinationsverfahrens 120 Minuten benötigte, kann ein Test unter Verwendung des Reaktionsgefäßes dieser Erfindung in 10 Minuten durchgeführt werden. Darüber hinaus kann der Test durchgeführt werden, indem weniger des teuren Partikelreagens verwendet wird, als vorher benötigt wurde.

Beispiel 3

Direkter Kreuzprobentest auf AB0-Gruppen unter Verwendung eines Reaktionsgefäßes mit vorher darauf beschichteten Antikörpern

Zuerst wird ein Antiserum mit Bezug auf A-Antigene auf der Oberfläche von Blutzellen in der Vertiefung 4 eines Reaktionsgefäßes, wie es in den Fign. 1A - 1C gezeigt ist, unter Verwendung des unten beschriebenen Verfahrens beschichtet.
Standard anti-A-Serum (Orso Co.) wird mit 10 mM Tris-HCl Pufferlösung, pH 9, welche 0,15 M NaCl enthält, auf ein 1/10 verdünnt. 2 ul der verdünnten Lösung werden auf die Reaktionszone 5 getropft, welche auf der unteren Polyethylenplatte 1 angeordnet ist. Nach dem Auftropfen wird die verdünnte Lösung 1 Stunde lang bei 37ºC inkubiert, während feuchte Bedingungen beibehalten werden, so daß sie nicht austrocknet. Die Reaktionszone 5 wird dann gewaschen, indem 1 ul 10 mM phosphatpufferlösung, pH 7,2, welche 0,15 M NaCl enthält, aufgetropft wird. Nach Entfernen der Waschlösung durch leichtes Schütteln der unteren Platte 1, wird 1 ml 10 mM Phosphatpufferlösung, pH 7,2, welche 3% (w/v) Rinderserumalbumin und 0,15 M NaCl enthält, um die Reaktionszone 5 herum aufgetropft, und die untere Platte wird 1 Stunde lang bei Raumtemperatur inkubiert, während feuchte Bedingungen beibehalten werden. Durch dieses Verfahren wird der Bereich der Reaktionszone, welcher Blutzellen unspezifisch adsorbiert, blockiert. Nach der Inkubation wird die Reaktionszone 5 wieder unter Verwendung von 2 ml 10 mM Phosphatpufferlösung, pH 7,2, welche 0,15 M NaCl enthält, gewaschen. Wenn die untere Platte für eine lange Periode aufbewahrt werden soll, werden 0,02% (w/v) NaN&sub3; zu der letzten Waschlösung zugegeben, und die untere Platte wird nach dem Waschen bei 4ºC aufbewahrt. Darüber hinaus wird zusätzlich zu der unteren Platte 1 die obere Platte 3 ebenfalls so behandelt, daß eine nicht-spezifische Reaktion mit Blutzellen nicht auftritt. Dieses wird dadurch gemacht, daß die obere Platte 3 1 Stunde lang bei Raumtemperatur in einer 10 mM Phosphatpufferlösung, pH 7,2, welche 3% (w/v) Rinderserumalbumin und 0,15 M NaCl enthält, gelassen wird und sie mit einer 10 mM Phosphatpufferlösung, pH 7,2, welche 0,15 M NaCl enthält, gewaschen wird. Wenn die obere Platte für eine lange Periode gelassen werden soll, werden 0,02% (w/v) NaN&sub3; zu der letzten Waschlösung zugegeben und die obere Platte wird wie im Fall der unteren Platte bei 4ºC aufbewahrt Zusätzlich zu dieser unteren Platte 1 und der oberen Platte 3, wird das Reaktionsgefäß unter Verwendung von zwei Abstandhaltern 2, welche mittels eines doppelseitigen Klebebandes oder Klebstoffs befestigt werden, zusammengebaut.
Wir werden nun den direkten Kreuzprobentest auf AB0-Gruppen unter Verwendung dieses Reaktionsgefäßes beschreiben, worin ein Antiserum beschichtet wurde.
Zuerst wird eine Blutprobe durch Zentrifugation oder ein anderes geeignetes Verfahren in einen Blutzellenbestandteil 13 und einen Blutserumbestandteil 12 getrennt. Wenn das Blut mit einem Antikoagulans, wie zum Beispiel Heparin behandelt wurde, wird der Blutserumbestandteil 12 Plasma sein. Als nächstes werden 2 ul des sedimentierten Blutzellenbestandteils 13 und 198 ul einer Lösung 15 in einem Teströhrchen 17 gemischt, um eine 1%ige Blutzellensuspension herzustellen. In diesem Fall ist die Lösung 15 physiologische Salzlösung. Die Blutzellensuspension 16 wird dann mittels einer Pipette 18 in die Reaktionszone 5 des Reaktionsgefäßes 19 eingeführt, worin anti-A-Serum wie oben beschrieben beschichtet wurde. Nach dem Pipettieren wird das Gefäß 10 Minuten lang bei ca. 36ºC inkubiert, wobei darauf geachtet wird, das Gefäß nicht zu schütteln.
Nachdem die Reaktion abgeschlossen ist, wird das Verteilungsmuster der in der Reaktionszone 5 des Reaktionsgefäßes 19 sedimentierten Partikel beobachtet, indem dasselbe Verfahren wie in Beispiel 1 verwendet wird. Wenn A-Antigene auf der Oberfläche der Blutzellen in der Probe vorhanden sind, verbinden sich die Zellen mit dem anti-A-Serum, welches in dem Reaktionsgefäß beschichtet wurde, und die Blutzellen verteilen sich praktisch gleichmäßig über die gesamte Reaktionszone 5, einschließlich der Vertiefung 4. Das Muster, welches in diesem Fall erscheint, ist daher von dem Typ, welcher in Fig. 2A gezeigt ist. Wenn auf der anderen Seite keine A-Antigene auf der Oberfläche der Zellen in der Probe vorhanden sind, verbinden sich die Blutzellen nicht mit dem anti-A-Serum, welches in dem Reaktionsgefäß beschichtet ist, und die Zellen bewegen sich frei entlang der sich neigenden Wände der konischen Vertiefung 4 nach unten. In diesem Fall ergibt daher die Blutzellen-Verteilung ein Muster des Typs, welches in Fig. 2B gezeigt ist. Auf diesem Weg ist es möglich, aus dem Unterschied in dem Verteilungsmuster nach der Reaktion die Gegenwart oder abwesenheit von A-Antigenen auf der Oberfläche von Blutzellen in der Probe zu bestimmen. Die Gegenwart oder Abwesenheit von B-Antigenen auf der Oberfläche der Blutzellen kann auf demselben Weg bestimmt werden, indem die Reaktivität der Probe bezogen auf anti-B-Serum gemessen wird.
Aus ihrer gemessenen Reaktivität bezogen auf anti-A-Serum und anti-B-Serum kann die Blutgruppe der Probe bestimmt werden. Wenn die Blutzellen in der Probe bezogen auf sowohl anti-A-Serum als auch anti-B-Serum eine Antigen-Antikörperreaktion zeigten, ist die Blutgruppe der Probe AB; wenn nur eine Reaktion bezogen auf anti-A-Serum vorlag, ist die Blutgruppe der Probe A; wenn nur eine Reaktion bezogen auf anti-B-Serum vorlag, ist die Blutgruppe der Probe B; während, wenn keine Reaktion mit einem der Seren auftrat, die Blutgruppe der Probe 0 ist.
Die Bestimmung von Blutgruppen, welche vorher 60 Minuten benötigte, kann unter Verwendung des Reaktionsgefäßes dieser Erfindung in ca. 10 Minuten erreicht werden.

Beispiel 4

Test auf Anti-HIV-Antikörner unter Verwendung eines Reaktionsgefäßes mit vorher darauf beschichteten Antigenen

Test auf verschiedene Antikörper können unter Verwendung eines Reaktionsgefäßes durchgeführt werden, worin Antigene anstelle des Antiserums, das in Beispiel 3 verwendet wurde, beschichtet wurden. Wir werden einen Test auf anti-HIV- Antikörper unter Verwendung eines solchen Verfahrens mit Bezug auf Fig. 12 beschreiben.
Als erstes werden unter Verwendung eines ähnlichen Verfahren wie dem, welches in Beispiel 3 beschrieben wurde, HIV- Antigene in der Reaktionszone 5 des Reaktionsgefäßes beschichtet. Die HIV-Antigene, welche in dem Reaktionsgefäß beschichtet werden, können chemisch synthetisierte HIV- Virus-Oberflächenantigene, rekombinante HIV-Proteine, welche von Escherichia coli hergestellt wurden, oder das HIV- Virus selbst sein.
Als nächstes wird eine Blutprobe durch Zentrifugation oder ein anderes geeignetes Verfahren in einen Blutzellenbestandteil 13 und einen Blutserumbestandteil 12 getrennt. Wenn das Blut mit einem Antikoagulans, wie zum Beispiel Heparin behandelt wurde, wird der Blutserumbestandteil 12 Plasma sein. 2 ul des erhaltenen Serumbestandteils wurden in ein Teströhrchen 17 entfernt, dann wurden 18 ul physiologische Salzlösung zugegeben und damit gemischt. 5 ul dieser verdünnten Serumlösung 26 wurden mittels einer Pipette 25 in ein Reaktionsgefäß 19 pipettiert, worin HIV-Antigene beschichtet worden waren. Nach dem Pipettieren wurde das Reaktionsgefäß 2 Minuten lang bei 37ºC inkubiert (27). Gefolgt auf die Reaktion wurde physiologische Salzlösung zum Waschen über eine Düse 28 in die Reaktionszone 5 des Reaktionsgefäßes 19 eingeführt, und Abfallflüssigkeit wurde gleichzeitig über eine Düse 29 von der gegenüberliegenden Seite abgesaugt. Durch dieses Verfahren kann die Reaktionszone 5 gewaschen werden und der Serumbestandteil, welcher nicht mit dem Antigen reagierte, das in dem Reaktionsgefäß 19 beschichtet war, kann herausgewaschen werden.
Als nächstes wurden 5 ul eines Partikelreagens 31, auf welchem anti-humane Antikörper aus Ziegen beschichtet worden waren, mittels einer Pipette 32 in das Reaktionsgefäß pipettiert, und das Gefäß wurde 10 Minuten lang bei 37ºC inkubiert (33). Die hier verwendeten anti-humanen Antikörper können ebenfalls monoklonale Antikörper sein, welche aus Mäusen oder dergleichen gewonnen wurden, oder eine Substanz wie zum Beispiel Protein A, welche an Antikörper bindet. Weiterhin können die Partikel, auf welchen die Antikörper beschichtet werden, rote Blutzellen sein, die durch Glutaraldehyd oder dergleichen fixiert wurden, oder synthetische Partikel, wie zum Beispiel Polystyrol.
Nachdem die Reaktion vollständig ist, wird die Partikelverteilung durch dasselbe Verfahren, wie das aus Beispiel 1, beobachtet. Wenn Antikörper gegen HIV in dem Serum der Probe vorhanden sind, verbinden sie sich mit den HIV-Antigenen, welche in dem Reaktionsgefäß beschichtet sind, und w die Partikel, auf welchen anti-humane Antikörper beschichtet wurden, verbinden sich mit den Antikörpern, welche sich mit den Antigenen verbunden haben. Die Partikelverteilung ist daher von dem Typ, welcher in Fig. 2A gezeigt ist. Wenn auf der anderen Seite in dem Serum der Probe keine HIV- Antikörper vorliegen, rollen die Partikel ungehindert entlang der sich neigenden Wände der Vertiefung 4 des Reaktionsgefäßes nach unten, ohne irgendeine Reaktion zu bewirken. Die Partikelverteilung ist daher von dem Typ, welcher in Fig. 2B gezeigt ist.
Durch Variieren des Antigentyps, welcher in dem Reaktionsgefäß beschichtet ist, können Antikörper gegen andere Viren als HIV, wie zum Beispiel HTLv-1 oder HTLv-II oder gegen Bakterien ebenfalls nachgewiesen werden.
Der Antikörper hat gewöhnlich 2 - 10 Antigenbindungsstellen. Partikel, auf welchen dasselbe Antigen beschichtet wurde wie das Antigen, welches in dem Reaktionsgefäß beschichtet wurde, können daher ebenfalls als Partikelreagens 31 verwendet werden.

Claims

1. Reaktionsvorrichtung, um nach Sedimentation ein Partikelagglutinationsmuster zu bilden, indem Agglutinationsreaktionen durchgeführt werden, umfassend:

eine unter Platte (1) mit einer inneren Wand, wobei die innere Wand so konstruiert ist, daß sie wenigstens eine Vertiefung (4) definiert;

eine transparente Platte (3), welche benachbart zu der unteren Platte (1) angebracht ist, wobei die transparente Platte (3) eine flache Oberfläche umfaßt und der inneren Wand der unteren Platte (1) gegenüberliegt;

wobei die innere Wand der unteren Platte (1) und die transparente Platte (3) über wenigstens einen Bereich der wenigstens einen Vertiefung (4) im Abstand zueinander angeordnet sind;

Mittel, um die untere Platte (1) und die transparente Platte (3) relativ zueinander in Stellung zu halten, um so zwischen der inneren Wand der unteren Platte (1) und der transparenten Platte (3) einen Probeneinlaßkanalraum (5) zu definieren, wobei der Probeneinlaßkanalraum (5) in einer Flußverbindung mit der wenigstens einen Vertiefung (4) steht und so konstruiert ist, daß eine Probe durch Kapillarwirkung in die wenigstens eine Vertiefung (4) gesaugt wird, wobei die wenigstens eine Vertiefung (4) eine Tiefe von 0,02 bis 1,0 mm und eine Wand aufweist, welche bezogen auf die flache Oberfläche der transparenten Platte geneigt ist, um so Agglutinationsreaktionen zu erlauben, um sedimentierte Partikel zu bilden; und

wobei die transparente Platte (3) so konstruiert ist, daß die Probenmenge, welche mit dem Probeneinlaßkanalraum (5) Kontakt hat, beschränkt wird, und diese 0,05 bis 1,0 mm von der unteren Platte entfernt angeordnet ist, um eine Partikelmusterbildung innerhalb der wenigstens einen Vertiefung (4) zu regulieren.

2. Reaktionsvorrichtung gemäß Anspruch 1, wobei das haltende Mittel Abstandshaltermittel (2) zwischen der unteren Platte (1) und der transparenten Platte (3) umfaßt, um die untere Platte (1) und die transparente Platte (3) im Abstand zueinander zu halten.

3. Reaktionsvorrichtung gemäß Anspruch 1, wobei die wenigstens eine Vertiefung (4) eine Mehrzahl von Vertiefungen (4) umfaßt.

4. Reaktionsvorrichtung gemäß Anspruch 1, wobei die wenigstens eine Vertiefung (4) eine konische Gestalt aufweist.

5. Reaktionsvorrichtung gemäß Anspruch 1, wobei die wenigstens eine Vertiefung (4) eine innere Wand aufweist, welche mit Antigen oder Antikörper beschichtet ist.

6. Reaktionsvorrichtung gemäß Anspruch 1, wobei die wenigstens eine Vertiefung (4) eine halbkreisförmige Gestalt aufweist.

7. Reaktionsvorrichtung gemäß Anspruch 1, wobei die wenigstens eine Vertiefung (4) eine Rille (51; 101) ist.

8. Reaktionsvorrichtung gemäß Anspruch 7, welche weiterhin Abstandshaltermittel (2) umfaßt, um die untere Platte (1) und die transparente Platte (3) zueinander in einem Abstand von 0,05 bis 1,0 mm zu halten.

9. Reaktionsvorrichtung gemäß Anspruch 7, wobei die wenigstens eine Rille eine Mehrzahl von Rillen (51; 101) umfaßt.

10. Reaktionsvorrichtung gemäß Anspruch 7, wobei die wenigstens eine Rille (51; 101) einen U-förmigen Querschnitt aufweist.

11. Reaktionsvorrichtung gemäß Anspruch 7, wobei die wenigstens eine Rille (51; 101) eine innere Wand (81, 82) aufweist, welche mit Antigen oder Antikörper beschichtet ist.

12. Reaktionsvorrichtung gemäß Anspruch 7, wobei die wenigstens eine Rille (51; 101) einen V-förmigen Querschnitt aufweist.

13. Reaktionsvorrichtung gemäß Anspruch 2, wobei der Abstandshalter den Probeneinlaßkanalraum (5) definiert, welcher erweitert ist.

14. Reaktionsvorrichtung gemäß Anspruch 1, wobei die wenigstens eine Vertiefung (4) einen V-förmigen Querschnitt aufweist.

15. Reaktionsvorrichtung gemäß Anspruch 4, wobei konzentrische Rillen auf einer Wand der konisch geformten Vertiefung gebildet sind.

16. Reaktionsvorrichtung gemäß Anspruch 7, wobei zwischen der Rille und dem Probeneinlaßkanalraum (5) eine Verbindung so konstruiert ist, daß die Verbindung eine weite Öffnung aufweist und entlang der Flußverbindung schmaler wird.

17. Reaktionsvorrichtung gemäß Anspruch 16, wobei die wenigstens eine Rille (51; 101) eine Wand mit einem V- förmigen Querschnitt aufweist, deren Neigungswinkel sich kontinuierlich ändert.