DE3853538T2

DE3853538T2 - Glykosidester und verfahren zur enzymatischen herstellung.

Info

Publication number: DE3853538T2
Application number: DE3853538T
Authority: DE
Inventors: Frederik Bjoerkling; Sven Godtfredsen; Ole Kirk
Original assignee: Novo Nordisk AS
Current assignee: Novozymes AS
Priority date: 1987-08-21
Filing date: 1988-08-18
Publication date: 1995-09-21
Anticipated expiration: 2008-08-19
Also published as: ATE120756T1; KR970011305B1; JPH03500407A; NO900807L; DE394280T1; KR890701604A; DE3853538D1; WO1989001480A1; EP0394280B1; FI900845A0; FI96967B; AU2321788A; NO173549C; DK438887D0; JP2730944B2; NO173549B; NO900807D0; EP0394280A1; FI96967C; AU631779B2

Description

Diese Erfindung betrifft neuartige Ester von Glykosiden und ein Verfahren für enzymatische Synthesen solcher Verbindungen.

Hintergrund dieser Erfindung

Oberflächenaktive Verbindungen stellen eine äußerst wichtige Klasse von industriellen organischen Chemikalien dar, die eine breite Vielfalt von Anwendungen finden, z.B. als Reinigungsmittel für Waschzwecke, als Emulgatoren in Nahrungsmittel- und Futterprodukten oder sogar als funktionelle Inhaltsstoffe in vielen Körperpflegeprodukten, wie Shampoos, Feuchtigkeitscremes, etc..
Grundsätzlich sind Tenside, auf dem molekularen Niveau, gekennzeichnet durch das Vorhandensein von hydrophoben und hydrophilen Bereichen in den einzelnen Tensidmolekülen und verdanken diesen ihre Eigenschaften. Diese besondere Konstellation kann auf zahlreiche Arten aufgebaut werden, z.B. durch Kombinieren eines Sulfonsäurerestes, einer quarternisierten Ammoniumeinheit oder einer Glycerineinheit mit einer Alkylkette, wie dies der Fall in den linearen Alkyltensiden, den quarternisierten Alkylaminen bzw. den Monoglykosiden ist. Bei der tatsächlichen Planung solcher Tensidmoleküle wird ein besonderes Augenmerk auf die detaillierte Molekülarchitektur der Verbindungen gerichtet, wobei wichtige Punkte das genaue Gleichgewicht zwischen den hydrophilen und hydrophoben Bereichen der Tensidmoleküle und die tatsächliche besondere Anordnung dieser Teile des Moleküls sind. Daneben wird offensichtlich das Augeriinerk auf die Möglichkeiten der tatsächlichen Herstellung der Tenside in Verfahren mit hoher Ausbeute und auf der Basis von Rohmaterialien, die zu vernünftigen Kosten verfügbar sind, gerichtet. Schließlich sind die Umweltgesichtspunkte, die mit der letztendlichen Abgabe des Tensids in die Umwelt zusammenhängen, eine Angelegenheit besonderer Bedeutung.
Wegen dieser Erwägungen hat über die Jahre ein starkes Interesse daran bestanden, Tensidmoleküle auf der Grundlage von Zuckern und Fettsäuren herzustellen, zum Beispiel als Zuckerester. Von solchen Konjugaten wurde erwartet, daß sie oberflächenaktive Eigenschaften aufgrund des Vorhandenseins der hydrophilen Zuckerbereiche und der hydrophoben Fettsäurereste zeigten. Das Gleichgewicht, und somit die genauen Eigenschaften der Konjugate, könnte durch Veränderungen der Natur der Zucker- und der Fettsäurereste variiert werden; die Materialien wären aus äußerst preiswerten Rohmaterialien herstellbar; und die Tenside, die aus natürlichen Bestandteilen bestehen und zu diesen abbaubar sind, wären für die Umwelt nicht schädlich.
Als ein spezifisches Beispiel für Tenside wird Bezug genommen auf Phillip.J.Coconut stud. 5 (1980), 51 ff., worin Kokosnußfettsäureester von Methylglucopyranosid beschrieben ist. In diesem Artikel wird jedoch nicht erwähnt, daß diese Tenside als Zusatzstoffe zu Waschmitteln verwendet werden. Als Beispiele für spezifische, kommerziell verwendete Tenside, die Zusatzstoffe zu Waschmitteln sind, können Berol 065 und Berol 160 (Fettalkoholethoxylate), hergestellt von Berol AB, Schweden, erwähnt werden.
Synthese und Produktion von reinen Zuckerestern mit herkömmlichen Mitteln haben sich trotz vieler Versuche als recht schwierig herausgestellt. Dies beruht unter anderem auf dem Vorhandensein mehrerer chemisch ähnlicher Gruppen in den Zukkermolekülen, die, wenn man sie Veresterungsreagentien aussetzt, dementsprechend an mehreren Positionen verestert werden. Zuckerester, die mit chemischen Mitteln hergestellt werden, sind daher üblicherweise Mischungen von Verbindungen, die sich im Hinblick auf den Veresterungsgrad und in den Positionen der Acylgruppen auf der Kohlehydrateinheit der Produkte unterscheiden. Da die chemischen Verfahren für chemische Veresterung sich zusätzlich auch als recht kostenintensiv herausstellen, finden die bisher in einem industriellen Maßstab zugänglich gemachten Zuckerester nur eine recht begrenzte Anwendung.
Im Hinblick auf die Schwierigkeiten, auf die man bei der Produktion von Zuckerestern mit chemischen Mitteln trifft, und die Attraktivität dieser Verbindungen als industrielle Tenside ist während der letzten Jahre viel Aufmerksamkeit auf die Möglichkeit verwandt worden, Enzyme zur Synthese der Zuckerester einzusetzen. Eine wichtige Überlegung hinter diesem Interesse ist, daß von Enzymen bekannt ist, daß sie einen hohen Grad an Regio- und Enantioselektivität zeigen, die für die selektive Veresterung einer oder mehrerer Hydroxygruppen in Zuckermolekülen ausgenutzt werden könnte. Preiswerte Ausgangsmaterialien könnten in enzymatischen Verfahren eingesetzt werden, die daher zu Zuckerestern mit einer hohen Qualität und einem niedrigen Preis führen könnten. Die als Katalysatoren in Verfahren dieser Art ins Auge gefaßten Enzyme sind primär Lipasen, welche die Hydrolyse von Esterbindungen katalysieren und welche daher im Prinzip auch die Rückreaktion, d.h. Estersynthese, katalysieren.
Die Versuche, effiziente enzymatische Synthesen von Zuckerestern zu entwickeln, sind jedoch bisher ohne Erfolg geblieben. Ein wichtiger Grund für dieses Versagen ist der große Polaritätsunterschied zwischen den zwei Substraten der Veresterungsreaktion, dem Zucker und der Fettsäure oder einem Derivat derselben, und die Notwendigkeit zur Vermeidung von Wasser im Reaktionsmedium, um die enzymatische Reaktion in die Richtungen der Synthese zu treiben. Wenige gute Lösungsmittel für sowohl Zucker als auch Fettsäuren oder deren Derivate sind somit verfügbar und diese Lösungsmittel werden Enzyme oft inaktivieren.
Diese Schwierigkeiten, die der enzymatischen Synthese von Zukkerestern innewohnen, werden in den berichteten Fällen widergespiegelt, wie zum Beispiel in der US-Patentschrift Nr. 4,614,718 und in J.Am.Chem.Soc. 108 (1986), 5638-5640 und 6421-6422, und 109 (1987), 3977-3981. Diese Veröffentlichungen lehren die Verwendung von Lipasen zur Veresterung von Sorbit und Sorbital mit Fettsäuren bzw. Umesterung aus aktivierten Estern von freien Fettsäuren zu langkettigen Glucosiden mit Lipasen. Die schlechten Ausbeuten, die niedrige Selektivität der Reaktionen und die Toxizität von in diesen Verfahren angewendeten Lösungsmitteln, die sich ergeben haben, schließen jedoch jegliche technische Nutzbarkeit der beschriebenen Verfahren aus.
Die deutsche Offenlegungsschrift Nr. 2360367 betrifft Ester von Polyglykosiden mit einem Glykosidationsgrad von 1,1 bis 4. Keine enzymatischen Reaktionen sind in diesen Patent beschrieben. Zusätzlich gibt es keine Beschreibung in dieser Offenlegungsschrift für die Herstellung von reinen Verbindungen. Die Ester von Glykosiden, die in den Beispielen 10-13 in dieser Offenlegungsschrift hergestellt sind, haben einen Glykosidationsgrad von 1,3, 1,3, 1,8 bzw. 1,6, siehe die Definition unten auf Seite 3 und oben auf Seite 4 in der deutschen Offenlegungsschrift.
U.S.-Patentschrift Nr. 2,759,922 betrifft ein Verfahren zur Herstellung von Diestern, Triestern und Tetraestern von Glykosiden. Dieses Patent beschreibt nicht die Herstellung von reinen Monoestern von Glykosiden. Keine enzymatischen Reaktionen sind in diesem U.S.-Patent beschrieben. Wie aus den in den Beispielen 16 und 17 in diesem U.S.-Patent angegebenen Daten deutlich wird, waren keine der Produkte reine Monoester von Glykosiden
U.S.-Patentschrift Nr. 4,614,718 betrifft nicht Ester von Glykosiden, sondern Zucker- oder Zuckeralkoholester von höheren Fettsäuren. Gemäß von den Erfindern der vorliegenden Erfindung durchgeführten Experimenten funktioniert das in diesem U.S.- Patent patentierte Verfahren nicht.
Die PCT-Patentanmeldung mit der Internationalen Veröffentlichungsnummer WO 86/05186 betrifft nicht Ester von Glykosiden, sondern ein Verfahren, bei dem das Ausgangsmaterial nur eine freie Hydroxygruppe besitzt.
Eine Aufgabe dieser Erfindung ist, neuartige Verbindungen zur Verfügung zu stellen.
Eine weitere Aufgabe dieser Erfindung ist, Tenside mit überlegenen Wirkungen zur Verfügung zu stellen.
Eine noch weitere Aufgabe dieser Erfindung ist, Tenside zur Verfügung zu stellen, die überlegene Wirkungen besitzen, wenn sie in Waschmittel verwendet werden.
Eine weitere Aufgabe dieser Erfindung ist, Reinigungsmittelzusammensetzungen mit besseren Reinigungswirkungen zur Verfügung zu stellen.
Eine noch weitere Aufgabe dieser Erfindung ist, ein Verfahren zur Herstellung von Estern von Glucosiden zur Verfügung zu stellen.
Eine weitere Aufgabe dieser Erfindung ist, Monoester von Glucosiden zur Verfügung zu stellen.
Eine noch weitere Aufgabe dieser Erfindung ist, Monoester von Glucosiden von Monosacchariden zur Verfügung zu stellen.

Detaillierte Praxis dieser Erfindung

Überraschenderweise ist nunmehr festgestellt worden, daß Verbindungen der allgemeinen Formel I
R-COO-X-OR¹ (I),
in der R¹ Alkyl mit 2 - 6 Kohlenstoffatomen darstellt oder R¹ eine der Gruppen darstellt
wobei Y Methylen oder Ethylen darstellt, X eine Monosaccharideinheit darstellt, die am anomeren Kohlenstoffatom die Gruppe -OR¹ trägt und eine Gruppe RCOO- an einer primären Hydroxygruppe trägt und R Alkyl mit 4 - 24 Kohlenstoffatomen darstellt, durch Kondensieren einer Säure oder eines Esters der allgemeinen Formel II
R-COOR² (II)
in der R wie oben angegeben ist und R² Wasserstoff oder Niederalkyl darstellt, mit einem Glykosid der allgemeinen Formel III
HO-X-OR¹ (III)
in der X und R¹ jeweils wie oben definiert ist, in der Gegenwart eines Katalysators erhalten werden können, wobei besagter Katalysator eine Hydrolase ist. Die Stamm-Kohlehydrate sowie die Verbindungen von Formel I können die α- oder β-Form sein.
Die obigen Alkylgruppen können linear oder verzweigt sein. Der Begriff "Nieder" bedeutet, wenn in Verbindung mit Alkylgruppen oder ähnlichen Gruppen verwendet wird, daß die fragliche Alkylgruppe nicht mehr als 8 Kohlenstoffatome enthält, vorzugsweise nicht mehr als 4 Kohlenstoffatome.
Vorzugsweise ist R¹ eine unsubstituierte Alkylgruppe. Vorzugsweise enthält die Gruppe R¹ 2, 3 oder 4 Kohlenstoffatome. Beispiele für spezifische, bevorzugte Gruppen R¹ sind Ethyl, Propyl, Isopropyl und Butyl, am bevorzugtesten Ethyl und Isopropyl.
Es wird erwartet, daß das unten beschriebene Verfahren das einzige bekannte Verfahren ist, mit dem es möglich ist, annehmbare Ausbeuten von Monoestern herzustellen. Folglich sind Monoester von Formel I bisher nicht verfügbar gewesen.
Vorzugsweise ist X eine Kohlehydrateinheit, die eine Hexoseoder Pentoseeinheit enthält, wobei das Stamm-Kohlehydrat ein Monosaccharid ist. Bevorzugte Kohlehydrate, die der Einheit X entsprechen, sind Glucose, Fructose, Ribose, Arabinose, Mannose, Galactose und Xylose, wobei die bevorzugtesten Kohlehydrate Glucose und Galactose sind.
Bevorzugte Fettsäuren, die der Einheit R-COO- in Formel I entsprechen, sind gesättigte und ungesättigte Fettsäuren, die vorzugsweise 6 - 22 Kohlenstoffatome enthalten.
Beispiele für solche Fettsäuren sind Hexansäure, Heptansäure, Octansäure, Nonansäure, Decansäure, Dodecansäure, Tetradecansäure, Hexadecansäure, Octadecansäure, Eicosansäure, Docosansäure, cis-9-Octadecansäure, cis,cis-9,12-Octadecansäure und cis,cis,cis-9,12,15-Octadecatriensäure.
Beispiele für spezifische, bevorzugte Verbindungen von Formel I sind wie folgt:
Ethyl-6-O-hexanoylglucosid, Ethyl-6-O-heptanoylglucosid, Ethyl-6-O-octanoylglucosid, Ethyl-6-O-nonanoylglucosid, Ethyl- 6-O-decanoylglucosid, Ethyl-6-O-dodecanoylglucosid, Ethyl-6-O- tetradecanoylglucosid, Ethyl-6-O-hexadecanoylglucosid, Ethyl- 6-O-octadecanoylglucosid, Ethyl-6-O-eicosanoylglucosid, Ethyl- 6-O-docosanoylglucosid, Ethyl-6-O-cis-9-octadecanoylglucosid, Ethyl-6-O-cis,cis-9,12-octadecanoylglucosid, Ethyl-6-O- cis,cis,cis-9,12,15-octadecatrienoylglucosid, Isoproyl-6-O- hexanoylglucosid, Isopropyl-6-O-heptanoylglucosid, Isopropyl- 6-O-octanoylglucosid, Isopropyl-6-O-nonanoylglucosid, Isopropyl-6-O-decanoylglucosid, Isopropyl-6-O-dodecanoylglucosid, Isopropyl-6-O-tetradecanoylglucosid, Isopropyl-6-O-hexadecanoylglucosid, Isopropyl-6-O-octadecanoylglucosid, Isopropyl-6- O-eicosanoylglucosid, Isopropyl-6-O-docosanoylglucosid, Isopropyl-6-O-cis-9-octadecanoylglucosid, Isopropyl-6-O-cis,cis- 9,12-octadecanoylglucosid, Isopropyl-6-O-cis,cis,cis-9,12,15- octadecatrienoylglucosid, Propyl-6-O-hexanoylglucosid, Propyl- 6-O-heptanoylglucosid, Propyl-6-O-octanoylglucosid, Propyl-6- O-nonanoylglucosid, Propyl-6-O-decanoylglucosid, Propyl-6-O- dodecanoylglucosid, Propyl-6-O-tetradecanoylglucosid, Propyl-6-O-hexadecanoylglucosid, Propyl-6-O-octadecanoylglucosid, Propyl-6-O-eicosanoylglucosid, Propyl-6-O-docosanoylglucosid, Propyl-6-O-cis-9-octadecanoylglucosid, Propyl-6-O-cis,cis- 9,12-octadecanoylglucosid und Propyl-6-O-cis,cis,cis-9,12,15- octadecatrienoylglucosid, Butyl-6-O-hexanoylglucosid, Butyl-6- O-heptanoylglucosid, Butyl-6-O-octanoylglucosid, Butyl-6-O- nonanoylglucosid, Butyl-6-O-decanoylglucosid, Butyl-6-O-dodecanoylglucosid, Butyl-6-O-tetradecanoylglucosid, Butyl-6-o- hexadecanoylglucosid, Butyl-6-O-octadecanoylglucosid, Butyl-6- O-eicosanoylglucosid, Butyl-6-O-docosanoylglucosid, Butyl-6-O- cis-9-octadecanoylglucosid, Butyl-6-O-cis,cis-9,12-octadecanoylglucosid und Butyl-6-O-cis,cis,cis-9,12,15-octadecatrienoylglucosid.
Die Verbindungen von Formel I haben überraschenderweise gute Wirkungen als Tenside, die zum Beispiel durch ihre Reinigungswirkungen insbesondere gegenüber Fett- oder Protein-Verschmutzungen veranschaulicht werden können.
Die Reinigungsmittel, die eine Verbindung von Formel I enthalten, können in jeder geeigneten Form vorliegen, wie etwa Pulver oder Flüssigkeiten.
Typische Beispiele für Reinigungsmittel sind Waschmittel, Geschirrspülmittel und Reinigungsmittel für harte Oberflächen.
Spezifischere Beispiele sind flüssige Vollwaschmittel (mit oder ohne Builder) und pulverförmige Vollwaschmittel (mit oder ohne Phosphat-Builder).
Das Tensid von Formel I in den Reinigungsmitteln kann hauptsächlich vom nicht-ionischen Typ sein (z.B. über 80%) oder kann eine Kombination von nicht-ionischem (z.B. 20 - 80%) und einem anderen Typ von Tensid sein (z.B. 20 - 80% anionisch, kationisch und/oder zwitterionisch). Beispiele für anionische Tenside sind lineare Alkylbenzolsulfonate (LAS), Fettalkoholsulfate, Fettalkoholethersulfate (AES), alpha-Olefinsulfonate (AOS) und Seifen.
Flüssige und pulverförmige Waschmittel können in Analogie mit "Frame formulations for liquid/powder heavy-duty detergents" (J. Falbe: Surfactants in Consumer Products. Theory, Technology and Application, Springer-Verlag 1987) formuliert werden, indem das gesamte oder ein Teil (z.B. 50%) des nicht-ionischen Tensids durch eine Verbindung von Formel I ersetzt wird. So können flüssige Vollwaschmittel zusätzlich zu der Verbindung von Formel I anionische Tenside, nicht-ionische Tenside, Seifenlauge-Kontrollmittel, Schaumverstärker, Enzyme, Builder, Formulierungshilfsstoffe, optische Aufheller, Stabilisatoren, Gewebeerweicher, Duftstoffe, Farbstoffe und Wasser umfassen. In ähnlicher Weise können pulverförmige Vollwaschmittel anionische Tenside, nicht-ionische Tenside, Seifenlauge-Kontrollmittel, Schaumverstärker, Komplexbildner, Ionenaustauscher, Alkalis, Cobuilder, Bleichmittel, Bleichaktivatoren, Bleichstabilisatoren, Gewebeerweicher, Mittel zur Verhinderung erneuter Ablagerung, Enzyme, optische Aufheller, Antikorrosionsmittel, Duftstoffe, Farbstoffe und Bläuungsmittel, Formulierungshilfsstoffe, Füllstoffe und Wasser umfassen.
Die überlegenen Wirkungen von Verbindungen von Formel I sind durch Beispiel 37 unten veranschaulicht.
Zusätzlich ist überraschenderweise festgestellt worden, daß es möglich ist, Verbindungen von Formel I durch enzymatische Synthesen von Zuckerestern in sehr hohen Ausbeuten herzustellen, indem als Substrate für die enzymatische Veresterung ein Kohlehydrat, das eine Alkylgruppe mit 2 - 6 Kohlenstoffatomen an der Hydroxygruppe am endständigen anomeren Kohlenstoffatom trägt, und eine freie Fettsäure und ein Ester derselben als das andere Substrat für die Reaktion verwendet werden. Die Produkte der Reaktion sind Zuckerester, die eine Alkylgruppe an der Hydroxygruppe am anomeren Kohlenstoffatom tragen. Es ist in höchstem Maße überraschend, und es konnte nicht vorhergesagt werden, daß eine geringfügige Veränderung der Zuckermoleküle an ihren anomeren Kohlenstoffen ihr Verhalten als Substrate dramatisch verbessert und hohe Ausbeuten und sogar regiospezifische enzymatische Veresterungen ergibt.
Unter Verwendung dieses Verfahrens ist es möglich, eine Zubereitung herzustellen, die mehr als 80%, vorzugsweise mehr als 90%, sogar bevorzugter mehr als 95%, einer Verbindung von Formel I enthält. Solch eine Zubereitung besitzt überlegene, überraschende Eigenschaften als Tensid.
Die Enzyme, die von dem Verfahren dieser Erfindung angewendet werden können, sind Enzyme, die in der Lage sind, Esterbindungen zu bilden. Diese Gruppe von Enzymen umfaßt Hydrolasen, wie etwa Esterasen und Lipasen. Die Enzyme, die von dem Verfahren dieser Erfindung angewendet werden, können in einem löslichen Zustand verwendet werden oder die Enzyme können, falls gewünscht, immobilisiert sein. Die Enzyme können auch durch chemische oder genetische Verfahren modifiziert sein, um ihre Reaktivität im Hinblick auf eine spezifische interessierende Reaktion zu optimieren.
Beispiele für spezifische Enzyme, die von dem Verfahren der Erfindung verwendet werden können, sind Schweinepankreas-Lipase und mikrobielle Lipasen, die z.B. aus Stämmen von Aspergillus, Rhizopus, Pseudomonas, Enterobacterium, Chromobacterium, Geotricium, Penicillium, Mucor, Candida und Humicola, gewonnen worden sind. Beispiele für bevorzugte Stämme sind Mucor miehei, Candida antarctica, Pseudomonas cepacia und Humicola lanuginosa.
Candida antarctica wurde bei der Deutschen Sammlung von Mikroorganismen (DSM) gemäß dem Budapester Vertrag unter den Hinterlegungsnummern DSM 3855, DSM 3908 und DSM 3909 am 29. September 1986, 8. Dezember 1986 bzw. 8. Dezember 1986 hinterlegt.
Pseudomonas cepacia wurde bei der DSM unter Nummer 3959 am 30. Januar 1987 hinterlegt und Humicola lanuginosa wurde bei der DSM unter den Nummern 3819 und 4109 am 13. August 1986 bzw. 4. Mai 1987 hinterlegt.
Weitere Lipasen können aus Humicola brevispora, brevis var. thermoidea und insolens gewonnen werden, die bei der DSM unter den Nummern 4110, 4111 bzw. 1800 am 4. Mai 1987, 4. Mai 1987 bzw. 1. Oktober 1981 hinterlegt wurden.
Zusätzliche Lipasen können aus den folgenden Stämmen gewonnen werden, die für die öffentlichkeit frei verfügbar sind von Centralbureau voor Schimmelculturen (CBS), American Type Culture Collection (ATCC), Agricultural Research Culture Collection (NRRL) und Institute of Fermentation, Osaka (IFO) unter den angegebenen Hinterlegungsnummern: Candida antarctica: CBS 5955, ATCC 34888, NRRL Y-8295, CBS 6678, ATCC 28323, CBS 6821 und NRRL Y-7954; Candida tsukubaensis: CBS 6389, ATCC 24555 und NRRL Y-7792; Candida auriculariae: CBS 6379, ATCC 24121 und IFO 1580; Candida humicola: CBS 571, ATCC 14438, IFO 0760, CBS 2041, ATCC 9949, NRRL Y-1266, IFO 0753 und IFO 1527 und Candida foliorum: CBS 5234 und ATCC 18820.
Das Verfahren dieser Erfindung kann einfach durch Mischen des Glykosids von Formel III mit einer Säure oder einem Ester derselben von Formel II in der Gegenwart des Enzyms durchgeführt werden und fakultativ kann die Reaktion in einem Lösungsmittel durchgeführt werden, in dem das Enzym die gewünschte Aktivität zeigt. Vorzugsweise wird kein Lösungsmittel zugegeben. Wenn ein organisches Lösungsmittel verwendet wird, sollte es keine nachteilige Wirkung auf das Enzym besitzen. Beispiele für solche Lösungsmittel sind Ketone, Kohlenwasserstoffe und Ether. Bevorzugte Lösungsmittel sind Pentan, Hexan, Heptan und 2-Butanon.
Vorzugsweise ist das Reaktionsmedium nicht-wäßrig oder enthält nur die ungefähre Menge an Wasser, die benötigt wird, um eine gute Reaktivität und Lebensdauer des angewendeten Enzyms sicherzustellen.
Geeigneterweise liegt die Reaktionstemperatur im Bereich von etwa 20 - 100ºC, vorzugsweise etwa 30 - 80ºC. Vorzugsweise wird die Reaktion bei einem niedrigen Druck durchgeführt, vorzugsweise unterhalb von etwa 0,05 bar.
Diese Erfindung wird durch die folgenden Beispiele veranschaulicht, die jedoch in keiner Weise als den Schutzumfang beschränkend angesehen werden sollen.

Allgemeine Voraehensweisen

¹H- und ¹³C-NMR-Spektren wurden aufgezeichnet auf einem Spektrometer Bruker WM 400 und einem Spektrometer Bruker AM 500 mit TMS als interner Bezugsverbindung. Optische Drehung wurde auf einem Polarimeter Perkin-Elmer 241 unter Verwendung einer 1 dm-Küvette gemessen. Schmelzpunkte sind unkorrigiert. HPLC- Analyse wurde durchgeführt auf einem Shimadzu-LC-4A-Instrument (Brechungsindexdetektor) unter Verwendung einer LiChrosorb-NH&sub2;- Säule von Merck und 96%igem Ethanol als Elutionsmittel. Kritische Mizellenkonzentrationen wurden auf einem Krüss-Tensiometer K10 gemessen. Molekulardestillation wurde durchgeführt auf einer KDL-1-Einheit von Leybold-Heraeus. Isopropyl-α-D-glucopyranosid, n-Propyl-β-D-glucopyranosid und Phenyl-α-D-glucopyranosid wurden als ein Geschenk von The Technical University of Denmark, Department of Organic Chemistry, erhalten. Präparative Flüssigchromatographie wurde auf SiO&sub2; mit einem Gradienten von Hexan-Ethylacetat und Methanol als Elutionsmittel durchgeführt.

Beispiel 1

Darstellung von Ethyl-6-O-dodecanoyl-D-glucopyranosid

Zu einer Mischung von rohem Ethyl-D-glucopyranosid (578 g, 2,78 mol, hergestellt gemäß Beispiel 10) und Dodecansäure (751 g, 3,75 mol) in einem diskontinuierlichen Rührreaktor bei 70ºC wurde immobilisierte Lipase zugegeben, die aus Candida antarctica gewonnen war (29 g, hergestellt wie beschrieben in der Dänischen Patentanmeldung Nr. 3250/88). Rühren wurde unter verringertem Druck (0,05 bar) fortgesetzt und das Voranschreiten der Estersynthese wurde durch HPLC überwacht. Nach 23 Stunden wurde das Enzym durch Filtration (bei 70ºC) entfernt. Überschüssige Fettsäure wurde durch wiederholte Molekulardestillation (105ºC, 4 10&supmin;² mbar) entfernt, was 96% (1050 g) Rohprodukt zusammen mit 2% Ethyl-D-glucosid und 2% einer Mischung von Diestern (HPLC-Analyse) lieferte. Das Rohprodukt wurde durch Chromatographie gereinigt. Idenfizierung durch ¹H- NMR-Analyse zeigte ein 1:1-Gemisch von α- und β-Anomeren (Tabelle 4).

Beispiel 2

Darstellung von Ethyl-6-O-decanoyl-D-glucopyranosid

Die Titelverbindung wurde als ein Rohprodukt (1030 g, 93% Monoester, 5% Ethyl-D-glucopyranosid, 2% Diester) gemäß Beispiel 1 unter Verwendung von Ethyl-D-glucopyranosid (625 g, 3,0 mol), Decansäure (646 g, 3,75 mol) und immobilisierter Lipase (31,5 g) erhalten. Die Reaktion war nach 48 Stunden abgeschlossen. NMR-Spektren des chromatographisch gereinigten Produkts sind in Tabelle 4 angegeben.

Beispiel 3

Darstellung von Ethyl-6-O-tetradecanoyl-D-glucopyranosid

Die Titelverbindung wurde als ein Rohprodukt (1160 g, 93% Monoester, 4% Ethyl-D-glucopyranosid, 3% Diester) gemäß Beispiel 1 unter Verwendung von Ethyl-D-glucopyranosid (609 g, 2,9 mol), Tetradecansäure (834 g, 3,7 mol) und immobilisierter Lipase (30,5 g) erhalten. Die Reaktion war nach 46 Stunden abgeschlossen. NMR-Spektren des chromatographisch gereinigten Produktes stehen in Übereinstimmung mit den ¹H- und ¹³C-NMR- Spektren, die für die reinen α- und β-Anomere angegeben sind, in Tabelle 4 a/4 b.

Beispiel 4

Darstellung von Ethyl-6-O-hexadecanoyl-D-glucopyranosid

Die Titelverbindung wurde als ein Rohprodukt (1220 g, 91% Monoester, 7% Ethyl-D-glucopyranosid, 2% Diester) gemäß Beispiel 1 unter Verwendung von Ethyl-D-glucopyranosid (603 g, 2,9 mol), Hexadecansäure (1001 g, 3,91 mol) und immobilisierter Lipase (30,5 g) erhalten. Die Reaktion war nach 48 Stunden abgeschlossen. NMR-Spektren des chromatographisch gereinigten Produktes stehen in Übereinstimmung mit den ¹H- und ¹³C-NMR- Spektren, die für die reinen α- und β-Anomere angegeben sind, in Tabelle 4 a/4 b.

Beispiel 5

Darstellung von Ethyl-6-O-(cis-9-octadecanoyl)-D-glucopyranosid

Die Titelverbindung wurde als ein Rohprodukt (1305 g, 90% Monoester, 5% Ethyl-D-glucopyranosid, 5% Diester) gemäß Beispiel 1 unter Verwendung von Ethyl-D-glucopyranosid (606 g, 2,9 mol), cis-9-Octadecensäure (1111 g, 3,9 mol) und immobilisierter Lipase (30,5 g) erhalten. Die Reaktion war nach 48 Stunden abgeschlossen.

Beispiel 6

Darstellung von Ethyl-6-O-octadecanoyl-D-glucopyranosid

Die Titelverbindung wurde als ein Rohprodukt (1310 g, 90% Monoester, 5% Ethyl-D-glucopyranosid, 5% Diester) gemäß Beispiel 1 unter Verwendung von einer Reaktionstemperatur von 80ºC. Ethyl-D-glucopyranosid (603 g, 2,9 mMol), Octadecansäure (1112 g, 3,9 mol) und immobilisierter Lipase (30 g) erhalten. Die Reaktion war nach 48 Stunden abgeschlossen. NMR-Spektren des chromatographisch gereinigten Produktes stehen in Übereinstimmung mit den ¹H- und ¹³C-NMR-Spektren, die für die reinen α- und β-Anomere angegeben sind, in Tabelle 4 a/4 b.

Beispiel 7

Darstellung von Kokosnußölfettsäure-6-O-verestertem Ethyl-D- glucopyranosid

Ethyl-D-glucopyranosid (600 g, 2,9 mol) wurde mit einer Mischung von Kokosnußölfettsäuren (die 1% Decansäure, 51% Dodecansäure, 24% Tetradecansäure, 13% Hexadecansäure, 4% Octadecansäure, 5% cis-9-Octadecensäure und 2% cis,cis-9,12-Octadecadiensäure in einer Gesamtmenge von 3,0 mol enthält) mit dem in Beispiel 1 beschriebenen Verfahren unter Verwendung von 30 g immobilisierter Lipase als Katalysator verestert. Nach 72 Stunden war die Reaktion abgeschlossen, wobei sich 1200 g Produkt ergaben (91% Monoester, 6% Diester und 3% Ethyl-D-glucopyranosid).

Beispiel 8

Darstellung von Ethyl-6-O-octanoyl-D-glucopyranosid

Zu einer Suspension von Ethyl-D-glucopyranosid (500 g, 2.4 mol, hergestellt gemäß Beispiel 10) und Octansäure (520 g, 3,6 mol) in Hexan (1000 ml) in einem diskontinuierlichen Rührreaktor bei 70ºC (Rückfluß) wurde immobilisierte Lipase zugegeben (5 g Lipozyme , kommerziell erhältliche NOVO-Lipase, hergestellt aus einem Mucor miehei). Rühren wurde fortgesetzt und das produzierte Wasser wurde durch azeotrope Destillation entfernt. Das Voranschreiten der Reaktion wurde durch HPLC verfolgt. Als das Produkt gebildet wurde, wurde die Suspension allmählich eine homogene Lösung (nach 12 Stunden). Nach 52 Stunden wurde das Enzym durch Filtration entfernt und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Überschüssige Fettsäure wurde durch wiederholte Molekulardestillation entfernt, was ein Rohprodukt ergab (790 g, 91% Monoester, 8% Diester und 1% Ethyl- D-glucopyranosid). ¹H- und ¹³C-NMR-Spektren des gereinigten Produktes standen in Übereinstimmung mit den Spektren für die reinen α- und β-Anomere, angegeben in Tabelle 4 a/4 b.

Beispiel 9

Darstellung von Isopropyl-6-O-dodecanoyl-D-glucopyranosid

Die Titelverbindung wurde gemäß Beispiel 1 unter Verwendung von Isopropyl-D-glucopyranosid (446 g, 2,01 mol, hergestellt gemäß Beispiel 11) hergestellt. Nach 24 Stunden war die Reaktion abgeschlossen und ein Rohprodukt wurde isoliert (561,1 g, 73,4% Monoester und 9,2% Diester).

Beispiel 10

Darstellung von Ethyl-D-glucopyranosid

Glucose (500 g, 2,78 mol) und ein stark saures Kationenaustauschharz (100 g Amberlyst 15, BDH Chemicals) wurden in Ethanol (2000 ml, 34,3 mol) suspendiert. Die Mischung wurde bei 80ºC für 16 Stunden gerührt. Das Voranschreiten der Reaktion wurde durch HPLC verfolgt. Das Ionenaustauschharz wurde durch Filtration entfernt und die Lösung mit Aktivkohle (10 g) behandelt. Nach Filtration wurde das Ethanol im Vakuum entfernt, was Ethyl-D-glucopyranosid (ein 1:1-Gemisch von α- und β-Anomeren) als ein Sirup ergab (578 g, quantitative Ausbeute).

Beispiel 11

Darstellung von Isopropyl-D-glucopyranosid

Die Titelverbindung wurde in quantitativer Ausbeute mit dem in Beispiel 10 beschriebenen Verfahren unter Verwendung von Isopropanol (2000 ml, 26 mol) und Glucose (500 g, 2,78 mol) hergestellt.

Beispiel 12 - 17

Darstellung von 6-O-Estern von reinem β-D-Glucopyranosid

Allgemeine Vorgehensweise:

Ethyl-β-D-glucopyranosid (3,0 g, 14 mmol, hergestellt gemäß Beispiel 24) wurde gelöst/suspendiert in geschmolzener Fettsäure (typisch 28 mmol) bei 70ºC. Immobilisierte Lipase (typisch 0,5 g Lipozyme , siehe Beispiel 8) wurde zugegeben und die Mischung wurde bei verringertem Druck (0,05 bar) gerührt. Das Voranschreiten der Reaktion wurde durch HPLC verfolgt. Die Reaktion dieser Mischung wurde mit Aceton verdünnt und das Enzym wurde durch Filtration entfernt. Das Lösungsmittel wurde im Vakuum entfernt und das Produkt wurde durch Chromatographie auf SiO&sub2; gewonnen. Für ¹H und ¹³C-NMR (siehe Tabelle 4a). Es wurde weiter durch Messung der Schmelzpunkte (m.p.), der optischen Drehung ([α]D) und der kritischen Mizellenkonzentration (CMC) (angegeben in Tabelle 3) charakterisiert.
Die experimentellen Details für die verschiedenen Beispiele sind in Tabelle 1 dargestellt. TABELLE 1 Beispiel Fettsäure Lipozyme g Reaktionszeit Ausbeute % Stunden Octan Decan Dodecan Tetradecan Hexadecan Octadecan
Experimentelle Details bilden die Darstellung von 6-O-Estern von reinem β-D-Glucopyranosid.

Beispiel 18 - 23

Darstellung von 6-O-Estern von reinem α-D-Glucopyranosid

Allgemeine Vorgehensweise:

Ethyl-α-D-glucopyranosid (2,0 g, 9 mmol, hergestellt gemäß Beispiel 25) wurde gelöst/suspendiert in geschmolzener Fettsäure (typisch 18 mmol). Immobilisierte Lipase (typisch 0,33 g) wurde zugegeben wie in Beispiel 12-17. ¹H und ¹³C-NMR (siehe Tabelle 4b). Messung der Schmelzpunkte (m.p.), der optischen Drehung ([α]D) und kritischen Mizellenkonzentration (CMC) (diese Daten sind in Tabelle 3 angegeben).
Die experimentellen Details aus den verschiedenen Beispielen sind in Tabelle 2 dargestellt. TABELLE 2 Beispiel Fettsäure Lipozyme g Reaktionszeit Ausbeute % Stunden Octan Decan Dodecan Tetradecan Hexadecan Octadecan
Experimentelle Details bilden die Darstellung von 6-O-Estern von reinem α-D-Glucopyranosid. TABELLE 3 Physikalische Daten der Produkte aus Beispiel 12-23: Beispiel Anomer α oder β Fettsäure Octan Decan Dodecan Tetradecan Hexadecan Octadecan Sirup *) 10&supmin;&sup5; mol/l, alle gemessen in CHCl&sub3; **) Das Produkt war zu unlöslich.

Beispiel 24

Darstellung von Ethyl-β-D-glucopyranosid

Zu einer Suspension von Silbercarbonat (30 g, 0,11 mol) wurde 2,3,4,6-Tetra-O-acetyl-α-D-glucopyranosylbromid (41,1 g, 0,1 mol) in kleinen Portionen über einen Zeitraum von 40 min zugegeben. Die Mischung wurde über Nacht gerührt, dann mit Dichlormethan (40 ml) verdünnt und durch Celite und Aktivkohle filtriert. Ethyl-2,3,4,5-tetra-O-acetyl-β-D-glucopyranosid (23,4 g, 62%) kristallisierte bei Konzentration aus.
Das Ethyl-2,3,4,6-tetra-O-acetyl-glucopyranosid wurde mit 1 M Natriummethoxid (2 ml) in Methanol (80 ml) für 20 Stunden bei Raumtemperatur entacetyliert. Die Mischung wurde mit Amberlite IR-120 (H&spplus;-Form) neutralisiert und im Vakuum konzentriert, um das Produkt in quantitativer Ausbeute als einen hygroskopischen Feststoff zu ergeben.

Beispiel 25

Darstellung von Ethyl-α-D-glucopyranosid

Ethyl-D-glucopyranosid (30 g, hergestellt wie in Beispiel 10 beschrieben) mit einem Anomeren-Verhältnis α:β = 1:1 wurde in 0,05 M Acetatpuffer (400 ml, pH 4,5) bei 30ºC gelöst. β-Glucosidase (50 mg aus Mandeln, Sigma) wurde zugegeben und die Mischung wurde eine Woche gerührt. Die Lösung wurde im Vakuum eingedampft und durch Chromatographie gereinigt um das Produkt als einen kristallinen Feststoff zu ergeben (8,2 g, 55%).

Beispiel 26

Darstellung von Isopropyl-6-O-octanoyl-α-D-glucopyranosid

Zu einer gerührten Lösung von Isopropyl-α-D-glucopyranosid (1,1 g, 5 mmol) und Octansäure < 0,9 g, 6,25 mmol) in 100 ml 2- Butanon wurde immobilisierte Lipase (0,5 g Lipozyme , siehe Beispiel 8) zugegeben. Rühren wurde bei 60ºC für 48 Stunden fortgesetzt. Das Enzym wurde durch Filtration entfernt und das Lösungsmittel wurde im Vakuum entfernt, gefolgt von Chromatographie, was 1,2 g (70%) des Produktes lieferte. ¹H-NMR (400 MHz, CDCl&sub3;) δ : 0,88 (t, J = 6,7 Hz, 3H); 1,19 (d, J = 6,1 Hz, 3H); 1,24 (d, J = 6,2 Hz, 3H); 1,28 (m, 8H); 1,62(m, 2H); 2,34 (m, 2H); 3,35 (t, J = 9,4 Hz, 1H); 3,50 (dd, J = 4,0 und 9,5 Hz, 1H); 3,73 (t, J = 9,3 Hz, 1H); 3,85 (m, 1H); 3,92 (m, 1H); 4,35 (m, 2H); 4,96 (d, J = 3,9 Hz, 1H).

Beispiel 27

Darstellung von n-Butyl-6-O-octanoyl-β-D-glucopyranosid

Die Titelverbindung wurde gemäß der in Beispiel 26 beschriebenen Methode unter Verwendung von (n-Butyl)-β-D-glucopyranosid (1,0 g, 4,2 mmol) in 2-Butanon (50 ml) in einer 25%igen Ausbeute nach 24 Stunden dargestellt:
¹H-NMR (400 MHZ, CDCl&sub3;) δ: 0,90 (m, 6H); 1,29 (M, 8H); 1,37 (m, 2H); 1,61 (m, 4H); 2,35 (m, 2H); 3,35 (m, 2H); 3,50 (m, 3H); 3,85 (m, 1H); 4,27 (d, J = 8 Hz, 1H); 4,28 (m, 1H); 4,38 (m, 1H).

Beispiel 28

Darstellung von Ethyl-6-O-octanoyl-α-D-glucopyranosid

Nach einer Reaktionszeit von 48 Stunden wurde die Titelverbindung in einer 70%igen Ausbeute gemäß Beispiel 26 unter Verwendung einer immobilisierten Lipase aus einem Pseudomonas cepacia (0,5 g, hergestellt wie beschrieben in der Dänischen Patentanmeldung No. 3993/87) und Ethyl-α-D-glucopyranosid (1,04 g, 5 mmol, hergestellt wie beschrieben in Beispiel 25) dargestellt. Für ¹H-NMR, siehe Tabelle 4 b.

Beispiel 29

Darstellung von Ethyl-6-O-dodecanoyl-D-glucopyranosid

Die Titelverbindung wurde gemäß Beispiel 1 unter Verwendung von 1/10 der molaren Mengen und einer immobilisierten Lipase, hergestellt aus einem Humicola lanuginosa (3,0 g, hergestellt wie beschrieben in der Dänischen Patentanmeldung Nr. 3183.000/DK), als einem Katalysator dargestellt, was ein Rohprodukt (100 g, enthaltend 83% Monoester und 15% Diester und 2% Ethyl-D-glucopyranosid) nach einer Reaktionszeit von 16 Stunden lieferte.
In den Tabellen 4 a und 4 b sind ¹H-NMR- und ¹³C-NMR-Daten für Ethyl-6-O-acylglucopyranosiden von Formel I angegeben. TABELLE 4 a Ethyl-6-O-acyl-β-D-glucopyranoside TABELLE 4 b Ethyl-6-O-acyl-α-D-glucopyranoside
Die Spalten in den Tabellen 4 a und 4 b geben die Daten für Verbindungen an, in denen die Stamm-Fettsäure (RCOOH) 8, 10, 12, 14, 16 und 18 Kohlenstoffatome enthält, entsprechend zu den Spaltentiteln C&sub8;, C&sub1;&sub0;, C&sub1;&sub2;, C&sub1;&sub4;, C&sub1;&sub6; bzw. C&sub1;&sub8;. C&sub1; - C&sub6; bedeutet Kohlenstoffe im Glucosid und H1 - H6b bedeutet Wasserstoffatome im Glucosid, für die ¹³C-NMR bzw R in diesen Tabellen angegeben sind.

Beispiel 30

Darstellung von Ethyl-6-O-octanoyl-D-galactosid

Die Titelverbindung wurde gemäß Beispiel 12 unter Verwendung von Ethyl-D-galactosid (11,5 g, 56 mmol, hergestellt gemäß Beispiel 31), Octansäure (16 g, 111 mmol) und Lipozyme (2 g, siehe Beispiel 8) hergestellt. Nach 24 Stunden wurde das Produkt in einer Ausbeute von 80% gewonnen.

Beispiel 31

Darstellung von Ethyl-D-galactosid

Die Titelverbindung wurde gemäß Beispiel 10 unter Verwendung von Galactose dargestellt. Das Produkt (das eine Mischung von Ethyl-D-galactopyranosid und Ethyl-D-galactofuranosid ist) wurde in qualitativer Ausbeute isoliert.

Beispiel 32

Darstellung von 2 3-Isopropyliden-glyceryl-6-O-hexadecanoyl-α- D-galactopyranosid

Die Titelverbindung wurde wie in Beispiel 26 beschrieben in einer Ausbeute von 70% nach einer Reaktionszeit von 16 Stunden dargestellt.

Beispiel 33

Darstellung von Phenyl-6-O-octanoyl-α-D-glucopyranosid

Die Titelverbindung wurde wie in Beispiel 27 beschrieben in einer Ausbeute von 25% nach einer Reaktionszeit von 24 Stunden dargestellt.

Beispiel 34

Darstellung von Propylenglykol-6-O-dodecanoyl-D-glucopyranosid

Die Titelverbindung wurde gemäß Beispiel 1 unter Verwendung von Propylenglykol-D-glucopyranosid (40,0 g, 0,17 mol, hergestellt gemäß Beispiel 10 unter Verwendung von Propylenglykol), Dodecansäure (45 g, 0,23 mol) und immobilisierter Lipase (4 g) dargestellt. Nach einer Reaktionszeit von 48 Stunden wurde das Rohprodukt isoliert und durch Chromatographie in einer Ausbeute von 16% gereinigt.

Beispiel 35

Darstellung von Ethyl-6-O-octanoyl-α-D-glucopyranosid durch Umesterung

Die Titelverbindung wurde gemäß Beispiel 26 unter Verwendung von Ethyl-α-D-glucopyranosid (1,04 g, 5 mmol) und Methyloctanoat (1,8 g, 11 mmol) als Substrate dargestellt. Nach einer Reaktionszeit von 24 Stunden wurde das Produkt in einer Ausbeute von 10% isoliert.

Beispiel 36

Darstellung von Ethyl-di-hexadecanoyl-D-glucopyranosid

Die Titelverbindung wurde genäß Beispiel 29 unter Verwendung von immobilisiertem Candida antarctica (6 g, siehe Beispiel 1) und viermal die Menge an Dodecansäure (300 g, 1,5 mol) dargestellt. Nach einer Reaktionszeit von 6 Tagen zeigte das Rohprodukt einen Diester-Gehalt von 50% (HPLC-Analyse).

Beispiel 37

Experimente wurden in einem Terg-O-tometer unter Verwendung der folgenden Bedingungen durchgeführt:
Waschzeit: 20 min
Temperatur: 25ºC
Wasser: 9ºdH
Testmaterial: EMPA 112 (7 7 cm)
Waschmittel: Natriumtriphosphat 1,75 g/l
Natriummetasilicat 0,40 g/l
CMC 0,05 g/l
EDTA 0,01 g/l
Natriumsulfat 2,00 g/l
Tensid 0,60 g/l
Das verwendete Tensid war zu 75% ein lineares Alkylbenzolsulfonat (LAS, Nansa 580) und zu 25% eine Verbindung von Formel I. Die erhaltenen Ergebnisse erscheinen aus Tabelle 5 unten: TABELLE 5 Testverbindung % Restfett Gewicht/Gewicht Berol Ethyl-6-O-octanoylglucosid Ethyl-6-O-decanoylglucosid Ethyl-6-O-dodecanoylglucosid Ethyl-6-O-hexadecanoylglucosid

Claims

1. Verfahren zur Herstellung von Verbindungen von Formel I

R-COO-X-OR¹ (I),

in der R¹ Alkyl mit 2 - 6 Kohlenstoffatomen darstellt oder R¹ eine der Gruppen darstellt

wobei Y Methylen oder Ethylen darstellt, X eine Monosaccharideinheit darstellt, die am anomeren Kohlenstoffatom die Gruppe -OR¹ trägt und eine Gruppe RCOO- an einer primären Hydroxygruppe trägt, und R Alkyl mit 4 - 24 Kohlenstoffatomen darstellt, durch Kondensieren einer Säure oder eines Esters der allgemeinen Formel II

R-COOR² (II),

in der R wie oben angegeben ist und R² Wasserstoff oder Niederalkyl darstellt, mit einem Glykosid der allgemeinen Formel III

HO-X-OR¹ (III),

in der X und R¹ jedes wie oben definiert sind, in der Gegenwart eines Katalysators, dadurch gekennzeichnet, daß besagter Katalysator eine Hydrolase ist.

2. Ein Verfahren nach Anspruch 1, wobei das Monosaccharid, das der Einheit X entspricht, die Gruppe -OR¹ am endständigen anomeren Kohlenstoffatom trägt.

3. Ein Verfahren nach Anspruch 1 oder 2, wobei R¹ eine unsubstituierte Alkylgruppe ist.

4. Ein Verfahren nach einem der vorangehenden Ansprüche, wobei R¹ 2, 3 oder 4 Kohlenstoffatome enthält.

5. Ein Verfahren nach einem der vorangehenden Ansprüche, wobei R¹ Ethyl, Propyl, Isopropyl oder Butyl, vorzugsweise Ethyl oder Isopropyl ist.

6. Ein Verfahren nach einem der vorangehenden Ansprüche, wobei das Monosaccharid, das der Einheit X entspricht, Glucose, Fructose, Ribose, Mannose oder Galactose, vorzugsweise Glucose oder Galactose ist.

7. Ein Verfahren nach einem der vorangehenden Ansprüche, wobei die Fettsäure, die der Einheit R-COO- entspricht, 6 - 22 Kohlenstoffatome enthält.

8. Ein Verfahren nach Anspruch 7, wobei die Fettsäure Hexansäure, Heptansäure, Octansäure, Nonansäure, Decansäure, Dodecansäure, Tetradecansäure, Hexadecansäure, Octadecansäure, Eicosansäure, Docosansäure, cis-9-Octadecansäure, cis,cis-9,12-Octadecansäure oder cis,cis,cis-9,12,15-Octadecatriensäure ist.

9. Ein Verfahren nach Anspruch B, wobei R¹ Ethyl, Isopropyl, Propyl oder Butyl ist und X eine Glucoseeinheit ist.

10. Ein Verfahren nach einem der vorangehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, daß die Hydrolase eine Lipase, eine Esterase oder eine Protease ist.

11. Verfahren nach einem der vorangehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, daß die Lipase von Spezies von Mucor, Humicola, Pseudomonas oder Candida produziert werden kann.

12. Verfahren nach einem der vorangehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, daß das Enzym in einer immobilisierten Form angewendet wird.

13. Verfahren nach einem der vorangehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, daß kein Lösungsmittel zugegeben wird.

14. Verbindungen der allgemeinen Formel I

R-COO-X-OR¹ (I),

wobei Y Methylen oder Ethylen darstellt, X eine Monosaccharideinheit darstellt, die am anoneren Kohlenstoffatom die Gruppe -OR¹ trägt und eine Gruppe RCOO- an einer primären Hydroxygruppe trägt, und R Alkyl mit 4 - 24 Kohlenstoffatomen darstellt.

15. Verbindungen nach Anspruch 14, wobei das Monosaccharid, das der Einheit X entspricht, die Gruppe -OR¹ am endständigen anomeren Kohlenstoffatom trägt.

16. Verbindungen nach Anspruch 14 oder 15, wobei R¹ eine unsubstituierte Alkylgruppe ist.

17. Verbindungen nach einem der vorangehenden Ansprüche, wobei R¹ 2, 3 oder 4 Kohlenstoffatome enthält.

18. Verbindungen nach einem der vorangehenden Ansprüche, wobei R¹ Ethyl, Propyl, Isopropyl oder Butyl, vorzugsweise Ethyl oder Isopropyl ist.

19. Verbindungen nach einem der vorangehenden Ansprüche, wobei das Monosaccharid, das der Einheit X entspricht, Glucose, Fructose, Ribose, Mannose oder Galactose, vorzugsweise Glucose oder Galactose ist.

20. Verbindungen nach einem der Ansprüche 16 - 21, wobei die Fettsäure, die der Einheit R-COO- entspricht, 6 - 22 Kohlenstoffatome enthält.

21. Verbindungen nach Anspruch 20, wobei die Fettsäure Hexansäure, Heptansäure, Octansäure, Nonansäure, Decansäure, Dodecansäure, Tetradecansäure, Hexadecansäure, Octadecansäure, Eicosansäure, Docosansäure, cis-9-Octadecansäure, cis,cis-9,12-Octadecansäure oder cis,cis,cis-9,12,15-Octadecatriensäure ist.

22. Verbindungen nach Anspruch 14, die Ethyl-6-O-hexanoylglucosid, Ethyl-6-O-heptanoylglucosid, Ethyl-6-O-octanoylglucosid, Ethyl-6-O-nonanoylglucosid, Ethyl-6-O-decanoylglucosid, Ethyl-6-O-dodecanoylglucosid, Ethyl-6-O-tetradecanoylglucosid, Ethyl-6-O-hexadecanoylglucosid, Ethyl- 6-O-octadecanoylglucosid, Ethyl-6-O-eicosanoylglucosid, Ethyl-6-O-docosanoylglucosid, Ethyl-6-O-cis-9-octadecanoylglucosid, Ethyl-6-O-cis,cis-9,12-octadecanoylglucosid, Ethyl-6-O-cis,cis,cis-9,12,15-octadecatrienoylglucosid, Isoproyl-6-O-hexanoylglucosid, Isopropyl-6-O-heptanoylglucosid, Isopropyl-6-O-octanoylglucosid, Isopropyl- 6-O-nonanoylglucosid, Isopropyl-6-O-decanoylglucosid, Isopropyl-6-O-dodecanoylglucosid, Isopropyl-6-O-tetradecanoylglucosid, Isopropyl-6-O-hexadecanoylglucosid, Isopropyl-6-O-octadecanoylglucosid, Isopropyl-6-O-eicosanoylglucosid, Isopropyl-6-O-docosanoylglucosid, Isopropyl- 6-O-cis-9-octadecanoylglucosid, Isopropyl-6-O-cis,cis- 9,12-octadecanoylglucosid, Isopropyl-6-O-cis,cis,cis- 9,12,15-octadecatrienoylglucosid, Propyl-6-O-hexanoylglucosid, Propyl-6-O-heptanoylglucosid, Propyl-6-O-octanoylglucosid, Propyl-6-O-nonanoylglucosid, Propyl-6-O-decanoylglucosid, Propyl-6-O-dodecanoylglucosid, Propyl-6-O- tetradecanoylglucosid, Propyl-6-O-hexadecanoylglucosid, Propyl-6-O-octadecanoylglucosid, Propyl-6-O-eicosanoylglucosid, Propyl-6-O-docosanoylglucosid, Propyl-6-O-cis- 9-octadecanoylglucosid, Propyl-6-O-cis,cis-9,12-octadecanoylglucosid, Propyl-6-O-cis,cis,cis-9,12,15-octadecatrienoylglucosid, Butyl-6-O-hexanoylglucosid, Butyl-6-O-heptanoylglucosid, Butyl-6-O-octanoylglucosid, Butyl-6-O- nonanoylglucosid, Butyl-6-O-decanoylglucosid, Butyl-6-O- dodecanoylglucosid, Butyl-6-O-tetradecanoylglucosid, Butyl-6-O-hexadecanoylglucosid, Butyl-6-0-octadecanoylglucosid, Butyl-6-O-eicosanoylglucosid, Butyl-6-O-docosanoylglucosid, Butyl-6-O-cis-9-octadecanoylglucosid, Butyl- 6-O-cis,cis-9,12-octadecanoylglucosid oder Butyl-6-O- cis,cis,cis-9,12,15-octadecatrienoylglucosid sind.

23, Ein Produkt, das mehr als 80%, vorzugsweise mehr als 90%, am bevorzugtesten mehr als 95%, einer Verbindung von Formel I nach einem der Ansprüche 14 - 22 enthält.

24. Ein Reinigungsmittel, das eine Verbindung von Formel I nach einem der Ansprüche 14 - 22 enthält.