DE3688908T2

DE3688908T2 - Verfahren zur festhaltung eines katalysators in mehrphasigen membranreaktorsystemen.

Info

Publication number: DE3688908T2
Application number: DE86906207T
Authority: DE
Inventors: Stephen Matson
Original assignee: Sepracor Inc
Current assignee: Sunovion Pharmaceuticals Inc
Priority date: 1985-10-11
Filing date: 1986-10-08
Publication date: 1994-01-20
Anticipated expiration: 2006-10-09
Also published as: KR880700059A; KR940005577B1; EP0243404B1; JP2559386B2; WO1987002381A1; ATE93269T1; EP0243404A1; RU1787044C; DE3688908D1; DK296287A; IN171996B; CA1289493C; DK296287D0; BR8606921A; JPS63501612A; AU597284B2; EP0243404A4; US4795704A; AU6473986A

Description

TECHNISCHER FACHBEREICH

Bei der vorliegenden Erfindung handelt es sich um ein Verfahren, bei dem Enzyme und andere Katalysatoren in Membranen zur Nutzung als Membranreaktoren in mehrphasigen Reaktionssystemen eingeschlossen werden. Die Erfindung bezieht sich ebenfalls auf mehrere unterschiedliche Membranen mit unterschiedlichen Lösungsmittel-Benetzungscharakteristiken und - konfigurationen sowie auf Verfahren für das Einbringen von Katalysatoren in solche Membranen und für das Regenerieren der Membranreaktoren, nachdem die darin eingeschlossen Katalysatoren durch die Nutzung inaktiv geworden sind.

HINTERGRUND DER ERFINDUNG

Es werden ein Verfahren und eine Vorrichtung für das Einschließen eines Katalysators entweder in einer asymmetrischen Membrane oder in einer zusammengesetzten Membranstruktur offenbart, die anschließend zur Ausführung einer chemischen oder biochemischen Reaktion genutzt wird, an der mehrere Phasen (zum Beispiel eine organische Phase und eine wässerige Phase) beteiligt sind.
"Immobilisierung" auf Trägern in der festen Phase von ansonsten homogenen Katalysatoren (inklusive u. a. Enzyme, ganze Zellen und nicht-biologische Katalysatoren wie z. B. mehrere metallhaltige Koordinierungsverbindungen) ist zweckvoll, da durch die Immobilisierung die Trennung der Reaktionsprodukte des Katalysators vereinfacht wird und es leichter wird, den für den einmaligen Gebrauch oft zu teuren Katalysator zurückzugewinnen und wiederzuverwenden. Wie im folgenden dargelegt werden soll, wird diese Art von Immobilisierung des Katalysators oft dadurch erreicht, daß der Katalysator kovalent,meistens über nicht umkehrbare, kovalente Bindungschemie, an den Träger gebunden wird. Wird ein auf einem Träger vorhandener Katalysator inaktiv, wie dies bei Biokatalysatoren, z. B. bei Enzymen, unvermeidlich der Fall ist, so ist es folgedessen schwer, wenn nicht gar unmöglich, den Katalysator zu ersetzen, ohne daß auch die Trägermatrix ersetzt werden muß. Das Ersetzen der Kombination Katalysator-Träger kann auf Grund der mit der Immobilisierung verbundenen Kosten und der Kosten des Trägers selbst erheblich teurer sein als das Ersetzen des Katalysatorbestandteils alleine.
Kennzeichnende Träger sind Membranstrukturen und aus Teilchen bestehende Medien wie z. B. mikroporöse und gelähnliche Perlen. Für diesen Zweck eignen sich Membranträger, da Membranreaktoren eine Reihe von Vorteilen aufweisen, und zwar in ihrer Wirkung im Zusammenhang mit Reaktoren in einem Bett mit Füllkörpern, wobei Katalysatoren genutzt werden, die an aus Teilchenmaterial bestehenden Trägermedien gebunden sind. Es besteht hier jedoch der wesentliche Nachteil, daß Membranträger im Verhältnis zu aus Teilchen bestehenden Medien teuer sind. Dadurch können die mit dem periodischen von Katalysatoren auf Membranträgern erheblich höher sein als die bei aus Teilchen bestehenden Trägern.
Eine wesentliche Verbesserung in der Kostenfrage beim Einsatz von Membranen-Bioreaktoren könnte dadurch erreicht werden, daß Katalysatoren in einer solchen Weise in eine Membranstruktur übernommen würden, daß (1) ein effektiver Einschluß des Katalysators in der Membrane erreicht wird, (2) ein hoher effektiver Ladungsgrad des Katalysators realisiert werden kann und (3) die Möglichkeit geschaffen wird, den Katalysator auf einfache Weise durch Vermeiden der kovalenten Bindung des Katalysators an die Membranoberfläche zu ersetzen. Durch die Anwendung einer solchen Technik würden die mit dem Ersetzen des Katalysators in Membranreaktoren verbundenen Kosten erheblich reduziert werden können. Darüber hinaus ergibt sich dabei möglicherweise noch als weiteren Vorteil, daß sich die Anwendung einer - teuren, nur schwer zu beherrschenden und unter Umständen zu enttäuschenden Ergebnissen und/oder Aktivitäten inaktivierten gemachten Katalysators führenden - Immobilisierungstechnik erübrigt.
Für das Inaktivieren von Enzymen und homogenen Katalysatoren auf festen Trägern gibt es zahlreiche Verfahren. Es sind mehrere Techniken entwickelt worden, mit denen bezweckt wird, eine große Anzahl von Enzymen wasserlöslich zu machen, u. a. die kovalente Bindung, Vernetzung, Einfangen, Adsorption und Verkapselung in Mikrokapseln (siehe Abbildung 1A). Über die Immobilisierung von Enzymen sind mehrere Veröffentlichungen erschienen. Zaborsky, O.R., Immobilized Enzymes, CRC Press, Cleveland, Ohio (1973); Weetal, H. H. Hrsg., Immobilized Enzymes, Antigens Antibodies, and Peptides: Enzymology. Vol. 1, Marcel Dekker, N.Y. (1975); Gutcho, S.J., Immobilized Enzymes -- Preparation and Engineering Techniques, Noyes Data Corp., Park Ridge, N.H. (1974). In mehreren industriellen Prozessen werden heute inaktivierte Enzyme oder inaktivierte ganze Zellen verwendet. Mosbach, K., "Application of Immobilized Enzymes," Seiten 717-858, in Immobilized Enzymes, K. Mosbach, Hrsg., Methods in Enzymology XLIV. Academic Press, N.Y. (1976).
Die Möglichkeit des Inaktivierens von nicht-biologischen, ionischen, homogenen Katalysatoren als Gegenionen in Ionenaustauschharzen ist bereits seit mehr als dreißig Jahre bekannt. Helfferich, F., Ion Exchange, McGraw-Hill, N.Y. (1971). In neuerer Zeit hat man homogene Katalysatorkomplexe an polymere und keramische Träger über bifunktionale Ligande gebunden, die gleichzeitig mit dem aktiven Metallcenter koordiniert und auf dem festen Träger verankert werden. Pittman, C. U., und Evans, G. O. in: Chemtech, 3, 560 (1975); Michalska, Z.M., und Webster, D. E., in: Chemtech, 5, 117 (1975); Grubbs, R. H., in: Chemtech, 7, 512 (1977); Bailar, J. C., Jr., in: Cat. Rev. -- Sci. Eng., 10(1), 17 (1974). In den Abbildungen 1B und 1C sind Beispiele dargestellt worden.
Enzyme sind, im Gegensatz zu Teilchen, auf unterschiedliche Weise in Membranen inaktiviert worden. So sind in porösen Membranen kovalente Bindungen oder Vernetzungen eingesetzt worden (Thomas, D., "Artificial enzym membranes: transport, memory, and oscillatory phenomena," Seite 115-150, in Analysis and Control of Immobilized Enzym Systems, D. Thomas und J. P. Kernevez, Hrsg., American Elsevier, N.Y. (1976); Thomas, D., und Caplan, S. R., "Enzym Membranes," Seite 351-398, in Membrane Separation Processes, P. Meares, Hrsg., Elsevier, Amsterdam (1976); Fernandes, P. M., Constanides, A., Vieth, W. R., und Vendatasubramanian, K., in: Chemtech, 5, 438 (1975); Goldman, R., Kedem, O., und Katchalski, E., in: Biochem, 7, 4518 (1968)), an Membranoberflächen befestigt (Emery, A., Sorenson, J., Kolarik, M., Swanson, S., und Lim, H., in: Biotechnol. Bioeng., 16, 1359 (1974)), in Membranen-Gelsorten eingeschlossen (Blaedel, W.J., Kissel, T. R., und Bogulaski, R. C., in: Anal. Chem., 44, 2030 (1972); (Blaedel, W. J., Kissel, T. R., in: Anal. Chem., 47, 1602 (1975), in polymere oder flüssige kapillaraktive Membranen-Mikrokapseln eingekapselt, (Chang, T. M. S., Artificial Cells, Charles C. Thomas, Springfield, IL. (1972); Chang, T. M. S., und Kuntarian, N., Seite 193-7 in Enzym Engineering 4, G. B. Brown, G. Manecke, und L. B. Wingard, Hrsg., Plenum Press, NY (1978); May, S.W., und Landgraff, L. M., in: Biochem. Biophys. Res. Commun., 68, 786 (1976); Mohan, R. R., und Li, N. N., (in: Biotechnol. Bioeng., 16, 513 (1974)) und in Reaktionsgefäßen von Ultrafiltrier-Membranen eingeschlossen (Porter, M. C., "Applications of Membranes to Enzyme Isolation and Purification," Seite 115-144 in Enzym Engineering 3, L. B. Wingard, Hrsg., Interscience, N.Y. (1972); Closset, G. P., Cobb, J. T., und Shah, Y. T., in: Biotechnol. Bioeng., 16, 345 (1974); Madgavkar, A. M., Shah, Y. T., und Cobb, J. T., in: Biotechnol. Bioeng., 19, 1719 (1977)). Die zuletzt genannte Art von Einschluß mit Membranen ist von Weetal (Messing, R. A., Hrsg., Immobilized Enzymes for Industrial Reactors, Academic Press, NY (1975)) als "bildliche Immobilisierung" bezeichnet worden, ein Begriff, der sich auch auf die Lokalisierung von eine Enzymenlösung mit Hilfe von Hohlfasern bezieht (Rony, P. R., in: J. Am. Chem. Soc. 94, 8247 (1972); Davis, J. C., in: Biotechnol. Bioeng., 16, 1113 (1974); Lewis, W., und Middleman, S., in: AIChe J., 20, 1012 (1974); Waterland, L.R., Robertson, C.R., und Michaels, A. S., in: Chem. Eng. Commun., 2, 37 (1975)); die amerikanische Patente Nr. 4.266.026 von Breslau und Nr. 4.440.853 von Michaels (beide Systeme sind völlig auf Wasserbasis). Das Einfangen von Enzymen außerhalb der Fasern (das heißt innerhalb des "Mantels"), innerhalb der porösen Matrix und im Hohlraum der Fasern sind alle in völlig auf Wasserbasis gegründeten Systemen veranschaulicht worden, wobei Verfahrensströmen in der wässerigen Phase Reaktionsbestandteile und -produkte zugegeben beziehungsweise entzogen worden sind (siehe Abbildungen 2A, 2B und 2C).
Jede erdenkliche Membrangeometrie -- flache Schichten (Kay, T., Lilly, M. D., Sharp, A. K., und Wilson, R. J. H., in: Nature, 217, 641 (1968); Wilson, R. J. H., Kay, G., und Lilly, M. D., in: Biochem. J., 108, 845 (1968a); Wilson, R.J.H., Kay, G., und Liddly, M.D., in: Biochem. J., 109, 137 (1968b)) sowie spiralenförmig umhüllte Membranen (Vieth, W. R., Wang, S. S., Bernath, F. R., und Mogenson, A. O., "Enzym Polymer Membrane Systems," Seite 175-202, in: Recent Developments in Separation Science, Teil 1, N. N. Li, Hrsg., CRC Press, Cleveland, Ohio (1972); Broun, G., Thomas, D., Gellf, G., Domurado, D., Berjonneau, A. M., und Buillon, C., in: Biotechnol. Bioeng., 15, 359 (1973); Gautheron, D.C., und Coulet, P. R., Seite 123-7, in: Enzym Engineering 4, G. B. Broun, G. Manecke, und L. B. Wingard, Hrsg. Plenum Press, NY (1978)), rohrförmige Membranen, (Madgavkar, A. M. Shah, Y. T., und Cobb, J. T., Biotechnol. Bioeng., 19, 1719 (1977); Tachauer, E., Cobb, J. T., und Shah, Y. T., in: Biotechnol. Bioeng., 16, 545 (1974)) und hohle Fasern, asymmetrische hohle Fasern mit einer einfachen Ummantelungsschicht zum Festhalten eines Bestandteils, zum Beispiel eines Katalysators, in der hohlen Faser auf einer Seite des Verfahrensflusses (wie in den amerikanischen Patenten Nrs. 4.266.026 und 4.440.853) und Mikrokapseln - sowie nahezu alle Membrantypen - porös und nicht-porös, elektrisch geladen und neutral - sind im Zusammenhang mit der Immobilisierung von Enzymen studiert worden.
Das amerikanische Patent Nr. 4.266.026 wird als das relevanteste Dokument im Hinblick auf den Stand der Technik betrachtet.

ZUSAMMENFASSUNG DER ERFINDUNG

Die Wirkung der vorliegenden Erfindung gründet sich, kurz gesagt, auf die Tatsache, daß ein Katalysator zwischen zwei Grenzschichten eingeschlossen wird, durch die der Katalysator nicht hindurchdringen kann, und durch die der Katalysator unter normalen Umständen auch nicht in einen Membranreaktor durchdringen kann. Diese beiden Kehrschichten für den Katalysator sind, allgemein bezeichnet: (1) eine "Hautschicht" oder Oberflächenschicht der den Träger bildenden Membranstruktur; diese Schicht enthält die Poren, die klein genug sind, um den Transport und das Herauslecken des Katalysators (der oft entweder eine makromolekulare oder eine Teilchenstruktur haben wird) zu verhindern, und (2) eine Grenzschicht zwischen zwei Flüssigkeitsphasen (zum Beispiel, zwischen einer in den Poren der Membrane eingeschlossenen Lösung in Wasser und einem organischen Lösungsmittel, das gerade außerhalb dieser Lösung vorhanden ist), die sich auf der gegenüberliegenden Oberfläche der katalysatorhaltigen Membranstruktur befindet. Auf der einen Fläche der Membranstruktur wird als Folge der Abmessungen des Katalysators verhindert, daß diese durch die Haut- oder Oberflächenschicht der asymmetrischen oder zusammengesetzten Membrane diffundiert, während auf der anderen Fläche als Folge der schlechten Löslichkeitseigenschaften des Katalysators in der gerade außerhalb der Membrane vorhandenen unvermischbaren Flüssigkeitsphase, verhindert wird, daß der Katalysator auf dieser Fläche verlorengeht.
So können zum Beispiel in Wasser lösliche Enzyme verwendet in Zweiphasen- und/oder extraktiven Membranen-Bioreaktoren in asymmetrischen Membranen vom Ultrafiltrierungs-Typ gut festgehalten werden, die aus dazu geeigneten hydrophilen Polymeren bereitet sind, wo die Hautschicht der Membrane und die Grenzschicht zwischen der wässerigen Phase und der organischen Phase dazu dient, den Biokatalysator innerhalb des inneren Teils der mit Wasser benetzten porösen Membrane zu halten. Eine andere Möglichkeit besteht darin, eine ebenfalls zusammengesetzte Struktur mit zwei Schichten, die aus einer Diffusionsmembrane des Gel-Typs (wie er zum Beispiel bei Dialyse verwendet wird) bestehen, zusätzlich zu einem mikroporösen Membranträger zum Festhalten des Katalysators einzusetzen.
In Fällen in denen die Lebensdauer des Katalysators im Vergleich zu der des Membranträgers kurz ist, bietet die vorliegende Erfindung die Möglichkeit, den inaktiv gewordenen Katalysator zu entfernen und auf wirtschaftlich vertretbare Weise durch einen aktiven Katalysator zu ersetzen.
Nur wenige der vorgenannten Immobilisierungstechniken zeigen eine wesentliche Übereinstimmung mit der vorliegenden Erfindung; dies gilt sowohl für die Struktur als auch für die Funktion. Eine Aufnahme in Mikrokapseln kommt der vorliegenden Erfindung vielleicht noch am nächsten, da dabei eine selektive, Membranen abwehrende Schicht eingesetzt wird, die verhindert, daß Katalysator aus dem Inneren verlorengeht; im allgemeinen gründet sich die Selektivität auf den Umfang des Katalysators im Vergleich zum Durchmesser der Poren in der Wand der Mikrokapsel. Mikrokapseln weisen jedoch nur eine einzige Grenzfläche zum Verfahrensfluß (d. h. zur Wand der Mikrokapsel) auf, was zur Folge hat, daß der in die Kapsel aufgenommene Katalysator mit nur einem einzigen Verfahrensfluß in Verbindung steht. Mit der vorliegenden Erfindung wird jedoch bezweckt, Katalysatoren in Membranstrukturen zu inaktivieren, die einen engen Kontakt des Katalysators mit mehreren (und oft unvermischbaren) Verfahrensflüssen ermöglichen.

KURZE BESCHREIBUNG DER ABBILDUNGEN

Die vorliegende Erfindung soll-im folgenden an Hand der nachstehenden Abbildungen verdeutlicht werden, wobei die:
Abbildungen 1A, 1B und 1C schematische Darstellungen von allgemein eingesetzten Katalysator-Immobilisierungstechniken, mit konventionellen Verfahren für die Enzym- und nicht-biologische Katalysator-Immobilisierung zeigen, wie sie in Abbildung 1A, Abbildung 1B bzw. Abbildung 1C dargestellt sind;
Abbildungen 2A, 2B und 2C schematische Darstellungen von einigen Hohlfaser-Membranen-Enzym-Reaktoren zeigen, so wie sie für völlig auf Wasserbasis gründende Systeme untersucht worden sind, mit Enzym außerhalb einer Faser in einer Ummantelungsschicht, Enzym in der porösen Matrix einer Faser und Enzym im Hohlraum einer Faser, so wie sie in Abbildung 2A, 2B bzw. 2C dargestellt sind;
Abbildung 3 zeigt eine schematische Darstellung eines Ausführungsbeispiels der Erfindung, in dem ein Biokatalysator in einer hydrophilen hohlen Faser mit einer Hautschicht an der Innenseite festgehalten wird;
Abbildung 4 zeigt eine schematische Darstellung eines Ausführungsbeispiels der Erfindung, in dem ein nicht-biologischer Katalysator in einer hydrophilen hohlen Faser mit einer Hautschicht an der Außenseite festgehalten wird;
Abbildung 5 zeigt eine schematische Darstellung eines Ausführungsbeispiels der Erfindung, in dem ein Biokatalysator in einer zusammengesetzten hydrophilen hohlen Faser festgehalten wird.

DETAILLIERTE BESCHREIBUNG DER ERFINDUNG

Abbildung 3 zeigt ein bevorzugtes Ausführungsbeispiel der vorliegenden Erfindung, das auf den Einsatz einer einzigen asymmetrischen Membrane mit geeigneten Oberflächeneigenschaften und Benetzungscharakteristiken gegründet ist. Für die Durchführung dieser Erfindung geeignete asymmetrische Membrane werden aus der Gruppe der anisotropischen Ultrafiltrier-(UF) und Mikrofiltrier-(MF-)Membranen gewählt. Diese Membranen werden durch eine mehr oder weniger dünne "Haut"-Schicht gekennzeichnet, deren Stärke im Falle des Einsatzes von UF- Membranen im Bereich von 0,1-0,2 um liegt, und die von einem wesentlich dickeren (100-200 um) und stark porösen Substratteil getragen wird. Die Hautschicht geeigneter asymmetrischer UF- und MF-Membranen wird von Poren gekennzeichnet, die klein genug sind (im Durchmesser von Zehnteln von 10&supmin;¹&sup0;m [Angstrom] bis in etwa 100 · 10&supmin;¹&sup0;m [Angstrom]), um zu verhindern, daß makromolekulare Katalysatoren wie Enzyme und kolloidale oder Teilchenkatalysatoren durch die Poren hindurch diffundieren können und in einem Verfahrensfluß verlorengehen. Auf diese Weise bildet die Hautschicht oder der Oberflächenteil der asymmetrischen Membrane eine Grenzschicht, durch die der Katalysator nicht hindurchdringen kann.
Die Kennzeichen, denen die "Haut"-Schicht entsprechen muß, werden selbstverständlich in wesentlichem Maße von den Abmessungen und den weiteren Eigenschaften des einzuschließenden Katalysators abhängen. Zusätzlich zu den im vorigen Absatz erörterten ultraporösen (oder sogar feinmikroporöse) Hautstrukturen kann es u. U. in anderen Situationen vorteilhaft sein, wenn asymmetrische Membranstrukturen benutzt werden, die durch Oberflächenschichten gekennzeichnet werden, die eine Übereinstimmung mit geschwollenen Membranen des Gel-Typ zeigen, wie z. B. der bei Dialyse benutzte Membrantyp, oder sogar relativ "dichte" Membranmaterialien, wie die Materialen, die in zusammengesetzten Dünnschicht-umgekehrte Osmose-Membranen (im allgemeinen für nicht-biologische Katalysierungsreaktionen) verwendet werden.
Die Poren im stark porösen Substratteil unterhalb des "Haut"-Teils des Membranträgers können viel größer sein (im Durchmesser von 0,02 bis mehrere um) als die Poren in der Hautschicht, und sie sind das vorzugsweise denn auch. Bei der Wahl des Durchmessers dieser Substratporen sind zwei Einschränkungen zu berücksichtigen: (1) die Poren müssen groß genug sein, um den Katalysator aufnehmen zu können, was bei den ganzen Zellen bedeutet, daß der Durchmesser mehrere Mikrometer betragen muß, und (2) die Poren müssen so klein sein (höchstens einige Mikrometer), daß die darin auftretenden kapillaren Kräfte wesentlich sind. Die letztgenannte Überlegung ist von Bedeutung, weil die poröse Membranen-Unterschicht "naß" oder mit der "korrekten" Flüssigkeitsphase imprägniert sein muß (dies ist zum Beispiel im Normalfall bei Umsetzungen, bei denen als Katalysator Enzyme eingesetzt werden, die wässerige Phase); aus diesem Grund ist es wichtig, daß der eindringende Druck (d. h. der Druck, bei dem die "falsche" Flüssigkeit in die Poren des Substrats gepreßt werden kann) während der Wirkung des Reaktors nicht überschritten wird. Der eindringende Druck P ist umgekehrt proportional zum Radius rpore der Poren nach dem Vergleich von Young-LaPlace:
P = (2 τ/rpore)cos R (1)
in dem τ die Grensflächenspannung zwischen der organischen Phase und der wässerigen Phase ist, und in dem e der Kontaktwinkel zwischen dem Material der Membrane und der darin vorhandenen Flüssigkeitsphase ist. Meistens wird der Umfang der Poren des Substrats so gewählt, daß der eindringende Druck mindestens mehrere 6,89 KPa [psi] beträgt, damit eine stabile Wirkung des in der Membrane vorhandenen Katalysators garantieren zu können.
Die zweite für den Katalysator undurchdringbare Grenzschicht, die jenen Teil begrenzt, in dem sich der Katalysator befindet, wird-durch die Grenzfläche zwischen zwei Flüssigkeitsphasen (meistens eine Grenzschicht zwischen einer wässerigen Phase und einer organischen Phase) bestimmt, die sich an der Oberfläche der am weitesten von der "Haut"-Schicht entfernten Membrane befindet. Als Folge der kapillaren Wirkung kann die gewünschte Flüssigkeitsphase nicht weiter als bis zur stark porösen Membranmatrix vordringen und wird die andere, unvermischbare Flüssigkeitsphase ausgeschlossen. In Abbildung 3 ist die Situation dargestellt, in der der Katalysator in Wasser löslich oder hydrophil (d. h. vorzugsweise mit Wasser benetzt) ist und außerdem ein hydrophiles Membranmaterial gewählt wurde. In diesem Fall wird die Grenzschicht zwischen der wässerigen und der organischen Phase hauptsächlich an der äußeren Oberfläche der Membrane vorhanden sein, auf der sich keine Hautschicht mehr befindet, wobei davon ausgegangen wird, daß der Druckunterschied von der Membrane nicht dergestalt ausgerichtet wird, daß er eine Ultrafiltrierung der Lösung in Wasser durch die Membrane verursacht, oder daß der Druckunterschied nicht so groß ist, daß er dazu führt, daß organisches Lösungsmittel in die Membrane eindringt, Unter diesen Umständen bleibt ein in Wasser löslicher oder hydrophiler Katalysator auf die wässerige Umgebung in der Membrane beschränkt, indem er bis zur organischen Lösungsmittel- Phase vordringen und anschließend mit dieser Phase aus dem Reaktor abgeführt werden kann.
Der relativ dicke, mikroporöse Substratteil, der sich unter der relativ dicken Hautschicht von asymmetrischen Membranen mit einer integralen Hautschicht befindet, wird oft sogenannte Makro-Hohlräume oder "Finger" enthalten, die dadurch gekennzeichnet werden, daß ihre Abmessungen eine Größenordnung oder mehr größer sind als der Durchmesser der öfter auftretenden Mikroporen, die den größten Teil des Substrats ausmachen. Auch solche Makrohohlräume enthaltenden asymmetrischen Membrane gehören zum Umfang der vorliegenden Erfindung. So wird zum Beispiel für den spezifischen Fall, in dem die Membrane hydrophil ist, erwogen, daß die kleinen Mikroporen mit einer wässerigen, Katalysator enthaltenden Lösung gefüllt sein werden -- die als Folge der kapillaren Wirkung in den Mikroporen festgehalten wird -- während die viel größeren, sich auf das ganze Substrat erstreckenden Makro-Hohlräume mit organischem Lösungsmittel gefüllt sein werden. Indem ein geringer positiver Druck auf die organische Phase ausgeübt wird, der ausreicht, um den relativ geringen eindringenden Druck der einen größeren Durchmesser aufweisenden Makro-Hohlräume zu überwinden (siehe Vergleich 1), kann dafür gesorgt werden, daß organisches Lösungsmittel in die Makro-Hohlräume eindringt. Auf diese Weise kann die Oberfläche der Trennungsschicht zwischen der wässerigen und der organischen Phase größer als die geometrische Oberfläche der Außenhülle der Membrane gemacht werden. In dieser Beschreibung wird-der Bereich der Membrane, in dem sich die Grenzfläche zwischen der wässerigen und der organischen Phase befindet, eine der Membranoberflächen genannt. Um in der organischen Phase löslichen Katalysator im mikroporösen Bereich des Substrats festhalten zu können, können auch hydrophobe, asymmetrische Membranen mit Makro-Hohlräumen eingesetzt werden, wobei die Makro-Hohlräume in diesem Fall mit einer Lösung in Wasser gefüllt sind.
Es ist von mehreren Varianten zu diesem allgemeinen Thema die Rede. So ist zum Beispiel die Frage, ob die Geometrie der asymmetrischen Membrane in der Form von flachen Platten, von Rohren oder von hohlen Fasern ausgeführt ist, zu einem wesentlichen Teil für die vorliegende Erfindung nicht relevant, (obwohl die letztgenannte Form aus Produktions- und Kostengründen zu bevorzugen ist). Darüber hinaus können sowohl hohle Fasern mit einer Hautschicht an der Innenseite (wie in Abbildung 3 dargestellt) als hohle Fasern mit einer Hautschicht an der Außenseite, Platten oder Rohre benutzt werden, und kann das Material, aus dem die Membrane besteht, entweder hydrophil (d. h. mit Wasser benetzt) oder hydrophob (d. h. vorzugsweise mit organischen Lösungsmitteln benetzt) sein. Betrachtet man diese beiden Möglichkeiten für die Anordnung der Hautschicht (d. h. an der Innen- und an der Außenseite) sowie die Eigenschaften der Oberfläche (d. h. die Betrachtung von hydrophob gegen hydrophil), so stellt sich heraus, daß vier unterschiedliche Konfigurationen genannt werden können, wobei jede Konfiguration seine eigenen, spezifischen Vor- und Nachteile sowie Anwendungsmöglichkeiten aufweist:
* Hautschicht an der Innenseite, hydrophil
* Hautschicht an der Innenseite, hydrophob
* Hautschicht an der Außenseite, hydrophil, und
* Hautschicht an der Außenseite, hydrophob
Es kann zum Beispiel die hydrophobe hohle Faser mit der Hautschicht an der Außenseite gemäß Abbildung 4 beim Leiten der Katalysierungsreaktionen mit Phasenübertragung eingesetzt werden; der Katalysatorbestandteil ist dann vor allem in der organischen Phase vorhanden. In diesem Fall würde ein makromolekularer Schweif zum Katalysator dazu beitragen, daß der Katalysator in der Membranmatrix festgehalten wird. Der makromolekulare Schweif kann, allgemein gesehen, aus einem Makromolekül wie z. B. einem Polysaccharid, einem Protein, einem in Wasser lösliches Polymer (mit einer hydrophilen Membrane) oder einem anderen Polymer (in diesem Fall Polyäthylenglykol) bestehen. Die makromolekularen Schweife können an den Katalysator gebunden oder auf andere Weise unter Einsatz von in der Technik bekannten Standardverfahren wie die kovalente Bindung an den Katalysator befestigt werden, wobei Zyanogenbromid oder Glutaraldehyd verwendet werden würde.
Die vorliegende Erfindung kann an Hand des Charakters des Katalysators und der beteiligten Reaktionen weiter kategorisiert werden. So ist zum Beispiel die vorliegende Erfindung sowohl für das Lokalisieren von in der wässerigen Phase gelösten Enzymen als auch zum Festhalten von Enzymen zweckvoll, die im Bereich der Grenzschicht zwischen der wässerigen und der organischen Phase aktiv sind (z. B. bestimmte Lipasen). Darüber hinaus muß trotz der oben aufgeführten Darlegungen dennoch bemerkt werden, daß die Anwendbarkeit der Erfindung nicht auf "Bio-Umsetzungen" wie diejenigen, bei denen als Katalysator Enzyme und lebensfähige oder nicht lebendige ganze Zellen eingesetzt werden, beschränkt bleibt. An mehreren katalytischen Reaktionen in der synthetischen organischen Chemie sind mehrere Phasen beteiligt (zum Beispiel Katalysierungsreaktionen mit Phasenübertragung), und die vorliegende Erfindung kann in diesen Fällen genauso gut angewandt werden. Schließlich können mit Hilfe des Verfahrens nach der vorliegenden Erfindung sowohl lösliche (meistens makromolekulare) Katalysatoren als auch aus Teilchen-bestehende Katalysatoren festgehalten werden.
Die Membranstruktur nach der vorliegenden Erfindung arbeitet mit Diffusion, d. h. mit diffundierendem Transport von Reaktionsbestandteilen und Produkten aus dem katalytischen Teil der Membrane; das Entstehen einer konvektiven Strömung durch die Membrane ist zu vermeiden. Diffusion von Reaktionsbestandteilen findet vorzugsweise nach innen auf der einen Seite der Struktur statt, während auf der anderen Seite Diffusion von Produkten nach außen erfolgt, so daß gleichzeitig mit der katalytischen Umsetzung eine Trennung und/oder Reinigung realisiert wird.
Die vorliegende Erfindung ist vor allem bei der Durchführung von katalysierten Reaktionen in "Mehrphasen-" oder "extraktiven" Membranreaktoren zweckvoll, bei denen zwei Verfahrensflüsse -- eine wässerige und eine organische Phase -an einander gegenüber liegenden Flächen der Katalysator enthaltenden Membrane auftreten, wobei es die Aufgabe dieser Verfahrensflüsse ist, den Reaktionsbestandteil zu- oder das Reaktionsprodukt abzuführen. So kann zum Beispiel in Fällen, in denen ein Reaktionsbestandteil zwar in organischen Lösungsmitteln, aber nicht in Wasser löslich, das Reaktionsprodukt jedoch wohl in Wasser löslich ist, der Reaktionsbestandteil dem Reaktor über einen Zuflußstrom von organischer Lösung zugeführt werden, die an der einen Fläche der Membrane nach der vorliegenden Erfindung entlang geleitet wird, während das in Wasser lösliche Reaktionsprodukt an der gegenüberliegenden Fläche der Membrane über einen zweiten Wasser- Verfahrensfluß entzogen werden kann. In anderen Fällen kann ein in Wasser löslicher Reaktionsbestandteil über einen Wasserstrom zugeführt werden, die an der einen Fläche der Membrane nach der vorliegenden Erfindung entlang geleitet wird, während man eine Abtrennung des Reaktionsproduktes bewerkstelligt, das in einer Strömung von organischem Lösungsmittel abgeführt wird, die an der anderen Oberfläche der Membrane entlang stattfindet.
Im folgenden wird dargelegt, auf welche Weise die Membrane im Falle einer in der hydrophilen Hohlfasermembran mit einer Hautschicht an der Innenseite gemäß Abbildung 3 ausgeführten enzymatischen Reaktion mit Katalysator gefüllt wird. Zunächst bringt man ein Lösung von Enzymen in Wasser mit der Ummantelungs- (oder Außen-)Seite des Hohlfasermoduls in Berührung, wobei die Lösung in einem Ultrafiltrierungsverfahren durch die Wand der Faser hindurch geleitet wird, in dem ein geringer Druckunterschied angewandt wird (d. h., daß dieser Druck nicht ausreichen darf, um beim "Zurückfließen" die Hautschicht zu zerreißen oder zu beschädigen). Während dieses Schrittes häuft sich im porösen Substratteil der Faser Enzyme an. Anschließend wird der überflüssige Teil der Enzymlösung an der Ummantelungsseite des Faserbündels in Wasser abgeführt, indem es mit einem damit nicht vermischbaren Medium wie Luft oder dem organischen Lösungsmittel gespült wird. Wird bei diesem Schritt Luft oder ein anderes Gas eingesetzt, so wird in einem nächsten Schritt die Ummantelung mit dem organischen Lösungsmittel gefüllt. Anschließend läßt man das Modul an der Ummantelungsseite mit dem organischen Lösungsmittel sowie mit einer Lösung in Wasser im Hohlraum dieser Faser bei einem geringen Überdruck an der Ummantelungsseite wirken. Dieser Druckunterschied ist zum einen zu gering, um ein Eindringen der organischen Phase in den Substratteil der Faser zu verursachen, während er zum anderen in die falsche Richtung ausgerichtet ist, um eine Ultrafiltrierung der Lösung in Wasser nach sich zu ziehen.
Sobald das Enzym inaktiv wird und ersetzen werden muß, wird auf der Innenseite oder der Hohlraumseite der Fasern ein positiver Druck auf die Lösung in Wasser ausgeübt, so daß eine Ultrafiltrierung (d. h. eine konvektive Strömung) durch die Membrane entsteht und außerdem sowohl organisches Lösungsmittel von der Ummantelungsseite des Moduls als auch von inaktiv gewordenem Enzym der Faserwände verlagert wird. Um erneut Katalysator in die Membrane einzubringen, werden die im vorigen Absatz genannten Schritte wiederholt.
In einem anderen Ausführungsbeispiel wird statt der im vorigen beschriebenen asymmetrischen Membrane eine zusammengesetzte Membranstruktur mit einer ein Ganzes bildenden Hautschicht eingesetzt. Wie in Abbildung 5 dargestellt ist, besteht diese zusammengesetzte Membrane aus einer dünnen, selektiv durchlässigen Oberflächenschicht aus einem einzigen Material, bei dem als Träger eine stark poröse und wesentlich dickere, nicht selektive Substratmembrane benutzt wird, die im allgemeinen aus einem anderen Material besteht. Die Techniken für die Herstellung von aus mehreren Schichten bestehenden, zusammengesetzten, laminierten und mit einer Beschichtung versehenen Membranstrukturen sind in der Technik allgemein bekannt; es sind über diesen Aspekt mehrere Beiträge veröffentlicht worden: Matson, S. L., Lopez, J. und J. A. Quinn, in: Chem. Eng. Sci., 38, (1983); sowie Lonsdale, H. K., in: J. Memb. Sci., 10, 81 (1982).
So ist es zum Beispiel möglich, zusammengesetzte Membranstrukturen herzustellen, die dazu geeignet sind, mehrere Biokatalysatoren auf der Grundlage der Verwendung von dünnen Oberflächenschichten bildenden Membranen des Dialyse-Typs aus regenerierter Zellulose festzuhalten, wobei als Träger mikroporöse Membrane, und zwar vor allem mikroporöse hohle Fasern, eingesetzt werden. Als Alternative kann eine geeignete mikroporöse Schicht auf oder in die hohle Faser von regenerierter Zellulose abgelagert werden. Es hat sich gezeigt, daß hydrophile kopolymere Membranen auf der Grundlage von Polyacrylonnitrilen sich ebenfalls gut zum Aufbauen dieser Art von zusammengesetzten Membranstrukturen eignen.
Die nachstehenden Beispielen werden zur weiteren Erläuterung der in der vorliegenden Anmeldung offenbarten Erfindung gegeben.

BEISPIEL FÜR DAS FESTHALTEN VON ENZYM

Beispiel 1

Es wurde eine Enzymlösung zubereitet, indem man 50 Gramm Candida-Lipase (Molekülgewicht 100.000; Sigma Chemical Co., Kat. # L 1754) in 1,25 Litern Wasser auflöste und diese Lösung anschließend filtrierte, um das nicht lösliche Material zu entfernen. Von diesem auf der Grenzfläche aktiven Enzym weiß man, daß es eine erhebliche Anzahl von organischen Estern, unter anderem von Phenoxyacetatmethylester und Amylacetat hydrolysiert.
Das Enzym wurde in eine maßgefertigte, lösungsmittelbeständige Membranmodule mit einer Fläche von 1 m² eingebracht, die aus anisotropischen, polyacrylonitrilen (PAN), einem PAN-200-Hemofilter (ASAHI Medical Co.) entnommenen hohlen Fasern gefertigt worden war. Die Morphologie dieser Membrane erlaubt deren Beschreibung als eine asymmetrische, hydrophile hohle Faser mit einer Hautschicht an der Innenseite, die durch eine 90prozentige Zurückweisung Proteinen mit einem Molekulargewicht von mehr als 50.000 gekennzeichnet wird. Die Enzymlösung wurde über Ultrafiltrierung von der Ummantelungsseite zur Hohlraumseite und zurück in den Lösungsbehälter wiedergeleitet. Während der gesamten Einbringzeit wurde der Druckunterschied zwischen den Ummantelungs- und den Hohlraum- Abteilen auf 55,12 KPa gehalten, indem man die Ultrafiltriergeschwindigkeit regelte (im allgemeinen zwischen 200-20 ml/Min.). Dieses Verfahren wurde innerhalb von einer Stunde abgerundet. Die Anfangs- und Abschlußaktivität der Enzymlösung sind in der nachfolgenden Tabelle dargestellt: Spezifische Aktivität* Aktivität insgesamt umol/Min-ml umol/Min Anfangslösung Endgültige Lösung * wird durch Messen der Geschwindigkeit bestimmt, mit der 25 mM NaOH zugefügt werden mußte, um den pH-Wert in einer Lösung von 20 ml 0,2 M NaCl + 0,5 ml Phenoxyacetatmethylester (Aldrich Co.) + 2,5 ml Enzymlösung auf 7,8 zu halten.
Nachdem das Enzym in den Reaktor geladen worden war, wurde der Umlauf von 1140 ml Phenoxyacetatmethylester an der Ummantelungsseite in Gang gesetzt. Die Umlaufgeschwindigkeit betrug 150 ml/Min und der durchschnittliche Druck auf das Ummantelungs-Abteil wurde auf einen Wert von 44,785 KPa gehalten, indem ein Drosselventil am Ausgang an der Ummantelungsseite nachgestellt wurde. An der Hohlraumseite wurde ein Umlauf von 2 Litern 0,1 M NaHCO&sub3; bei einer Geschwindigkeit von 300 ml/Min realisiert. Der pH-Wert im Behälter mit der wässerigen Phase wurde auf einem Wert von 7,8 gehalten, indem man 50 Prozent NaOH zugab. Anschließend ließ man den Reaktor fünf Tage lang ohne Unterbrechung arbeiten, wobei das Puffer und die Lösung von Reaktionsprodukten im Behälter mit der wässerigen Phase täglich ersetzt wurde. Während der gesamten Dauer des Experiments wurde bei der Analyse des Enzyms im Pufferbehälter keine wahrnehmbare enzymatische Aktivität in der wässerigen Phase beobachtet.
Der Fortgang und die Geschwindigkeit der Reaktion wurden beobachtet, indem man den Verbrauch von Natriumhydroxid und den Stand im Behälter mit der organischen Phase überwachte. Als mit dem Experiment begonnen wurde, betrug die Geschwindigkeit, mit der die Ester-Hydrolyse stattfand, 3.000 umol/Min, während diese Geschwindigkeit gegen Ende des Experiments auf 1.500 umol/Min zurückgegangen war. Das Phenoxyethansäure-Produkt in den Behältern mit der wässerigen Phase wurde anschließend zurückgewonnen, indem man mit konzentriertem HCl und durch Filtrieren der niedergeschlagenen Feststoffe auf einen pH-Wert von 1,0 ansäuerte. Nach dem Trocknen wurden die Feststoffe durch Titrieren analysiert, wobei ein Säuregehalt von 96,3% festgestellt wurde. Eine Probe der getrockneten Feststoffe wurde in einer Mischung von Chloroform und Wasser aufgelöst, und anschließend wurde die Chloroformphase getrocknet/verdampft. Bei der Analyse durch Titrieren des nach diesem Reinigungsschritt zurückgebliebenen Feststoffs wurde ein Reinheitsgehalt von 99,5 Prozent mit einem Schmelzpunkt von 98-103ºC festgestellt (der Schmelzpunkt von Phenoxyethansäure beträgt 98-100ºC). Die gesamte Menge zurückgewonnener Phenoxyethansäure betrug 0,953 kg.

BEISPIEL 2

Unter Einsatz desselben Membranmoduls, das bereits in
Beispiel 1 beschrieben wurde, wurde, während das Enzym noch in der Membrane vorhanden war, eine Hydrolyse von Amylacetat durchgeführt. Es wurde ein Umlauf von 400 ml Amylacetat an der Ummantelungsseite in Gang gesetzt, und auch hier betrug die Umlaufgeschwindigkeit 150 ml/Min und wurde der durchschnittliche Druck auf das Ummantelungs-Abteil auf einen Wert von. 44,785 KPa gehalten, indem ein Drosselventil am Ausgang an der Ummantelungsseite nachgestellt wurde. An der Hohlraumseite wurde ein Umlauf von 1 Liter 0,05 M NaHCO&sub3; bei einer Geschwindigkeit von 300 ml/Min realisiert. Der pH-Wert im Behälter mit der wässerigen Phase wurde durch Zusatz von 5,57 M NaOH auf einen Wert von 7,8 gehalten. Die Geschwindigkeit, mit der die Hydrolyse des Amylacetats stattfand, wurde auf 250 umol/Min festgesetzt. Nachdem die Geschwindigkeit der Hydrolyse des Amylacetats einmal gemessen worden war, wurde die Reaktion stillgelegt und das System mit Wasser gespült, und zwar sowohl an der Hohlraumseite als auch an der Ummantelungsseite. Anschließend fand 15 Stunden lang ein "Zurückfließen" im Reaktor mit filtriertem (0,2-um-Filter) Leitungswasser statt, das mit einer Strömungsgeschwindigkeit von 50 ml/Min. an der Hohlraumseite ein- und an der Ummantelungsseite wieder austrat. In derselben Weise als mit dem Leitungswasser fand auch ein "Zurückfließen" mit zwei Litern 8-M-Harnstoff statt, und anschließend wurden sowohl das Ummantelungs-Abteil als auch das Hohlraum-Abteil mit 4 Litern destilliertem Wasser gefüllt.
Die Geschwindigkeit, mit der die Hydrolyse des Amylacetats im Reaktor stattfand, wurde in genau der gleichen Weise durchgeführt, die bereits oben beschrieben worden ist, jedoch mit dem Unterschied, daß 25 mM NaCH eingesetzt wurde. Die Reaktionsgeschwindigkeit betrug 6,8 umol/Min, was einer Rate von 3 Prozent der Anfangsaktivität entspricht.

BEISPIEL 3

Zum Schluß des in Beispiel 2 beschriebenen Membranen- Regenerierungsverfahren wurden 20 Gramm Candida Lipase (desselben Typs und der gleichen Konzentration wie bereits in Beispiel 1 beschrieben) in das Modul geladen. Als Substrat wurde Amylacetat verwendet, und der Reaktor arbeitete in genau derselben Weise als in Beispiel 2. Die Geschwindigkeit, mit der die Reaktion stattfand, wurde durch Messen auf 70 umol/Min festgelegt.

BEISPIEL 4

Es wurde eine Enzymlösung zubereitet, indem man 10,8 ml Schweineleber-Esterase-Präparat (Molekulargewicht 150.000, 11 mg/ml, Sigma Chemical Co., Kat # E 3128) in 300 ml 0,2 M Phosphatpuffer mit einem pH-Wert von 8,0 auflöste. Dieses Enzym, das in die Esterase-Kategorie gehört, wird in Wasser gelöst Äthylbutyrat hydrolysieren, was bedeutet, daß es sich um eine homogene Reaktion handelt, bei der das Vorhandensein einer organischen oder wässerigen Phasen-Grenzfläche nicht erforderlich ist.
Das Enzym wurde in dasselbe Membranmodul geladen, das bereits in Beispiel 1 beschrieben wurde, und zwar indem man die Enzymlösung über Ultrafiltrierung von der Ummantelungsseite zur Hohlraumseite und zurück in den Lösungsbehälter leitete. Während des gesamten Ladungsverfahrens wurde der Druckunterschied zwischen dem Ummantelungs- und dem Hohlraumabteil auf einen Wert von 65,455 KPa gehalten, indem die Ultrafiltrierungsgeschwindigkeit (im allgemeinen zwischen 200-20 ml/Min) geregelt wurde. Dieses Verfahren wurde innerhalb von einer einzigen Stunde abgerundet. Die Anfangs- und die Endaktivität der Enzymlösung sind in der nachstehenden Tabelle dargestellt: Spezifische Aktivität* Gesamtaktivität umol/Min-ml Anfangslösung Endgültige Lösung
* wird durch Messen der Geschwindigkeit bestimmt, mit der 20 mM NaOH zugefügt werden mußte, um den pH-Wert in einer Lösung von 20 ml 0,1 M Phosphatpuffer pH 8,0 + 0,2 Gramm Äthylbutyrat (Aldrich Co.) + 1,0 ml Enzymlösung auf 8,0 zu halten.
Nachdem das Enzym in den Reaktor geladen worden war, wurde der Umlauf von 500 ml Äthylbutyrat an der Ummantelungsseite in Gang gesetzt. Die Umlaufgeschwindigkeit betrug 500 ml/Min und der durchschnittliche Druck auf das Ummantelungs-Abteil wurde auf einen Wert von 44,785 KPa gehalten, indem ein Drosselventil am Ausgang an der Ummantelungsseite nachgestellt wurde. An der Hohlraumseite wurde ein Umlauf von 1 Liter 0,2 M Phosphatpuffer mit einem pH-Wert von 8,0 bei einer Geschwindigkeit von 500 ml/Min realisiert. Der pH-Wert im Behälter mit der wässerigen Phase wurde auf einem Wert von 8,0 gehalten, indem man 6,0 M NaOH zugab. Die Geschwindigkeit der Hydrolyse des Äthylbutyrats wurde auf 9.600 umol/Min bestimmt. Nachdem die Geschwindigkeit der Hydrolyse des Äthylbutyrats gemessen worden war, wurde die Reaktion stillgelegt und das System mit Wasser gespült, und zwar sowohl an der Hohlraumseite als auch an der Ummantelungsseite.
Das Enzym wurde aus dem Reaktor entfernt, indem das nachstehende Verfahren durchgeführt wurde:
- "Zurückfließen" mit 6 Litern destilliertem Wasser, das an der Hohlraumseite ein- und an der Ummantelungsseite mit einer Strömungsgeschwindigkeit von 50 ml/Min. wieder austrat,
- sowohl an der Ummantelungsseite als auch an der Hohlraumseite mit
a) 4 Litern 1,0 M NaCl
b) 500 ml 12% (NH&sub4;)&sub2;SO&sub4;
c) 500 ml 8 M Harnstoff
d) 2 Litern 1,0 M NaCl
spülen.
Die Geschwindigkeit, mit der die Hydrolyse des Äthylbutyrats im Reaktor stattfand, wurde in genau der gleichen Weise durchgeführt, die bereits oben beschrieben worden ist, jedoch mit dem Unterschied, daß 25 mM NaCH eingesetzt wurde. Die Reaktionsgeschwindigkeit betrug 30 umol/Min, was einer Rate von 0,3 Prozent der Anfangsaktivität entspricht.

BEISPIEL 5

Es wurde eine Enzymlösung von Alpha-Chymotrypsin (Molekulargewicht 23.000, Sigma Chemical Co., Kat. # C 4129) zubereitet, indem man 0,5 Gramm des Enzyms in 1 l 0,1 M K&sub2;HPO&sub4;/1,0 M NaCl mit einem pH-Wert von 7,8 löste. Mit dieser Lösung wurde 1 Stunde lang ein Umlauf an der Ummantelungsseite eines ASAHI PAN-150 Hemofilters (ASAHI Medical Co.) mit einer Fläche von 1 m² mit einer Strömungsgeschwindigkeit von 50 ml/Min realisiert. Weil es keine Strömung von Enzymlösung von der Ummantelungsseite zur Hohlraumseite gab, wurde das Enzym ausschließlich mittels Diffusion in die Membrane geladen. Nach dem Abführen der Enzymlösung an der Ummantelungsseite wurde mit dem Umlauf von 1 Liter Silikonenöl (Petrarch Systems Inc.) auf dem Ummantelungs-Abteil begonnen, bei dem man einen Druck von 62,01 KPa beibehielt. Anschließend wurde eine 0,2-mM-Lösung von N-Benzoyl-L-Tyrosinäthylester (BTEE, Sigma Chemical Co.) in 0,1 M K&sub2;HPO&sub4;/l M NaCl pH 7,8 mit einer Strömungsgeschwindigkeit von 1 Liter/Min. durch die Hohlraumseite des Moduls geleitet. Die Aktivität des Moduls wurde ermittelt, indem man die in der aus dem Reaktor austretenden wässerigen Phase vorhandene BT- Säuremenge maß. Die Aktivität des Moduls wurde auf 80 umol/Min festgesetzt. Anschließend wurden Lösungsmittel und Puffer aus dem Membranmodul abgeführt, woraufhin ein "Zurückfließen" mit 10 Litern 0,1 M Phosphatpuffer stattfand. Die Aktivität des Membranmoduls wurde in genau der gleichen Weise gemessen, die bereits oben beschrieben wurde, wobei die BTEE-Lösung jedoch mit einer Geschwindigkeit von 53 ml/Min in den Reaktor gepumpt wurde. Die Aktivität des Membranmoduls betrug 4 umol/Min, was einer Rate von 5 Prozent der Anfangsaktivität im Modul entspricht.

BEISPIEL 6

Es wurde eine Enzymlösung zubereitet, indem man 100 mg des gleichen Alpha-Chymotrypsins in 500 ml 0,1 M Phosphatpuffer mit einem pH-Wert von 7,0 löste, das bereits in Beispiel 5 zum Einsatz gekommen war. Das Enzym wurde in einen ASAHI PAN-150 Hemofilter von 1 m² geladen, der mit dem Filter von Beispiel 5 identisch war, und zwar indem man unter Einsatz von Ultrafiltrierung einen Umlauf der Enzymlösung von der Ummantelungsseite zur Hohlraumseite und wieder in den Behälter mit der Lösung zurück realisierte. Dieses Verfahren wurde innerhalb von 2,5 Stunden abgerundet.
Nachdem das Enzym in den Reaktor geladen worden war, wurde der Umlauf von 1 Liter 10 mM BTEE in Amylacetat an der Ummantelungsseite in Gang gesetzt. Die Umlaufgeschwindigkeit betrug 10 ml/Min und der durchschnittliche Druck auf das Ummantelungs-Abteil wurde auf einen Wert von 44,785 KPa gehalten, indem ein Drosselventil am Ausgang an der Ummantelungsseite nachgestellt wurde. An der Hohlraumseite wurde ein Umlauf von 200 ml 2 mM Phosphatpuffer mit einem pH-Wert von 7,0 bei einer Geschwindigkeit von 250 ml/Min realisiert. Der pH-Wert im Behälter mit der wässerigen Phase wurde auf einem Wert von 7,0 gehalten, indem man 1,0 M NaOH zugab. Die Anfangsgeschwindigkeit der Hydrolyse des BTEE wurde auf 45 umol/Min festgesetzt.

BEISPIEL 7

Um die von den hohlen Fasern nach den Beispielen 1-6 festgehaltene Menge Alpha-Chymotrypsin zu steigern, wurde das Molekulargewicht des Enzyms durch Vernetzung mit Bovine Serum Albumin (Sigma Chemical Co., Kat. # A 4503) unter Einsatz von Glutaraldehyd erhöht, wobei die für solche chemischen Prozesse üblichen Verfahren eingehalten wurden. Durch Gelpermeations- Chromatographie wurde festgestellt, daß über 80 Prozent des Proteinkonjugats ein Molekulargewicht von über 100.000 aufwiesen. Die endgültige Enzymlösung setzte sich aus 1 Liter 0,1 M K&sub2;HPO&sub4;/1,0 M NaCl mit einem pH-Wert von 7,8 bei einer BTEE- Aktivität von 10 umol/Min-ml zusammen. Das Enzym wurde in ein ASAHI PAN-150 Hemofilter von 1 m² geladen, das mit dem von Beispiel 5 identisch ist, indem man die Lösung einmal von der Ummantelungsseite zur Hohlraumseite mit einer Strömungsgeschwindigkeit von 20 ml/Min ultrafiltrierte.
Nachdem das Enzym in den Reaktor geladen worden war, wurde der Umlauf von 500 ml 40 mM BTEE in n-Oktanol (Aldrich Co.) an der Ummantelungsseite in Gang gesetzt. Die Umlaufgeschwindigkeit betrug 500 ml/Min und der durchschnittliche Druck auf das Ummantelungs-Abteil wurde auf einen Wert von 44,785 KPa gehalten, indem ein Drosselventil am Ausgang an der Ummantelungsseite nachgestellt wurde. An der Hohlraumseite wurde ein Umlauf von 1 Liter 0,1 M K&sub2;HPO&sub4;/l M NaCl-Puffer mit einem pH-Wert von 7,0 bei einer Geschwindigkeit von 500 ml/Min realisiert. Der pH-Wert im Behälter mit der wässerigen Phase wurde auf einem Wert von 7,0 gehalten, indem man 1,0 M NaOH zugab. Die Anfangsgeschwindigkeit der Hydrolyse des BTEE wurde auf 700 umol/Min festgesetzt.
Die im vorigen beschriebenen Experimente stellen keine Einschränkung im Rahmen der in der vorliegenden Dokumentation beschriebenen Erfindung dar, für die der Schutz beantragt wird. Wer mit dem Stand der Technik bekannt und vertraut ist, wird übrigens der vorstehenden Beschreibung außer den bereits dargelegten und beschriebenen Änderungen noch mehrere andere Änderungen entnehmen können. Auch solche Änderungen gelten als innerhalb des Rahmens der als Anlage zu diesem Dokument geltenden Ansprüche gehörend.

Claims

1. Ein Verfahren, bei dem ein Katalysator zwischen zwei Flüssigkeitsphasen in eine Membrane eingeschlossen wird, und das besteht aus:

(a) einer Membrane mit

(i) einer ersten Fläche, die durch eine Hautschicht mit Poren gekennzeichnet wird, die groß genug sind, um Reaktionsbestandteile oder -produkte durchdringen zu lassen, die jedoch auch klein genug sind, um ein Herauslecken von Katalysator nahezu vollständig zu verhindern, und

(ii) einer zweiten Fläche, die durch eine Hautschicht mit Poren gekennzeichnet wird, die groß genug sind- um das Durchdringen von Reaktionsbestandteilen, Reaktionsprodukten und Katalysator zu ermöglichen;

(b) dem Laden von Katalysator in die Membrane, und zwar dadurch, daß die zweite Fläche der Membrane in einer ersten die Membrane benetzenden Flüssigkeit mit Katalysator in Kontakt gebracht wird;

(c) dem in Kontakt bringen der ersten Fläche der Membrane mit der ersten Flüssigkeit; und

(d) dem Ersetzen der ersten Flüssigkeit, die zum Füllen der Membrane an der zweiten Fläche benutzt wurde, durch ein zweite Flüssigkeit, wobei diese zweite Flüssigkeit nahezu nicht mit der ersten Flüssigkeit vermischbar ist, und in dem der Katalysator nicht wahrnehmbar löslich ist;

wobei der Katalysator zwischen den zwei Flüssigkeitsphasen in der Membrane eingeschlossen bleibt.

2. Ein Verfahren, bei dem eine Vorrichtung zum Einschließen eines Katalysators zwischen zwei Flüssigkeitsphasen in eine Membrane erneut gefüllt wird, und das besteht aus:

(a) einer Katalysatormembrane, in dem der Katalysator inaktiviert wurde, mit

(i) einer ersten Fläche, die durch eine Hautschicht mit Poren gekennzeichnet wird, die groß genug sind, um Reaktionsbestandteile oder -produkte durchdringen zu lassen, die jedoch, auch klein genug sind, um ein Herauslecken von Katalysator nahezu vollständig zu verhindern, wobei diese erste Fläche mit einer ersten, die Membrane benetzenden Flüssigkeit in Kontakt steht, und

(ii) einer zweiten Fläche, die durch eine Hautschicht mit Poren gekennzeichnet wird, die groß genug sind, um das Durchdringen von Reaktionsbestandteilen, Reaktionsprodukten und Katalysator zu ermöglichen, wobei diese zweite Fläche mit einer zweiten Flüssigkeit in Kontakt steht, die nahezu nicht mit der ersten Flüssigkeit vermischbar ist, und in dem der Katalysator nicht wahrnehmbar löslich ist;

(b) dem Abführen des inaktivierten Katalysators aus der Membrane durch das Ausüben eines positiven Drucks auf die erste Fläche der Membrane;

(c) dem Laden von neuem Katalysator in die Membrane, und zwar dadurch, daß die zweite Fläche der Membrane mit einer Lösung von neuem Katalysator in einer Flüssigkeit in Kontakt gebracht wird; und

(d) dem Ersetzen der ersten Flüssigkeit, die zum Füllen der Membrane an der zweiten Fläche benutzt wurde, durch ein zweite Flüssigkeit;

wobei die Vorrichtung somit erneut gefüllt wird.

3. Ein Verfahren zum Durchführen einer katalytischen Reaktion, bei der ein Reaktionsbestandteil in einer ersten oder in einer zweiten Flüssigkeitsströmung zugeführt wird, und bei dem ein Reaktionsprodukt in der jeweils anderen Flüssigkeitsströmung abgeführt wird, wobei das Verfahren aus den folgenden Schritten besteht:

der Schaffung einer Katalysator enthaltenden Membrane mit:

(a) einer ersten Fläche, die durch eine Hautschicht mit Poren gekennzeichnet wird, die groß genug sind, um Reaktionsbestandteile oder -produkte durchdringen zu lassen, die jedoch auch klein genug sind, um ein Herauslecken von Katalysator nahezu vollständig zu verhindern, wobei diese erste Fläche mit einer ersten, die Membrane benetzenden Flüssigkeit in Kontakt steht, und

(b) einer zweiten Fläche, die durch eine Hautschicht mit Poren gekennzeichnet wird, die groß genug sind, um das Durchdringen von Reaktionsbestandteilen, Reaktionsprodukten und Katalysator zu ermöglichen, wobei diese zweite Fläche mit einer zweiten Flüssigkeit in Kontakt steht, die nahezu nicht mit der ersten Flüssigkeit vermischbar ist, und in dem der Katalysator nicht wahrnehmbar löslich ist;

wobei der Katalysator zwischen den zwei Flüssigkeitsphasen eingeschlossen ist;

und bei dem Reaktionsbestandteil in die ersten oder in die zweiten Flüssigkeitsströmungen eingebracht wird, und das Reaktionsprodukt in die jeweils anderen Flüssigkeitsströmungen abgeführt wird.

4. Ein Verfahren nach Anspruch 3, bei dem das Verfahren ansonsten noch die Schritte enthält, in denen Katalysator in die Membrane geladen wird, indem die zweite Fläche der Membrane mit einer Lösung des Katalysators in einer Flüssigkeit in Kontakt gebracht wird, und bei dem die beim Füllen der Membrane an der zweiten Fläche benutzte Flüssigkeit durch die zweite Flüssigkeit ersetzt wird.

5. Ein Verfahren nach einem der Ansprüche 1-4, bei dem die Membrane eine asymmetrische Membrane ist.

6. Ein Verfahren nach einem der Ansprüche 1-4, bei dem die Membrane eine zusammengesetzte Membrane ist.

7. Ein Verfahren nach einem der Ansprüche 1-4, bei dem die Membrane in Form einer flachen Platte ausgeführt ist.

8. Ein Verfahren nach Anspruch 7, bei dem die Membrane aus hydrophilem Material besteht, und bei dem die erste Flüssigkeit eine Lösung in Wasser ist.

9. Ein Verfahren nach Anspruch 7, bei dem die Membrane aus hydrophobem Material besteht, und bei dem die erste Flüssigkeit ein nahezu nicht mit Wasser vermischbares organisches Lösungsmittel ist.

10. Ein Verfahren nach einem der Ansprüche 1-4, bei dem die Membrane in Form eines Rohres ausgeführt ist.

11. Ein Verfahren nach Anspruch 10, bei dem die Membrane aus hydrophilem Material besteht, die erste Fläche sich an der Innenseite des Rohres befindet und die erste Flüssigkeit eine Lösung in Wasser ist.

12. Ein Verfahren nach Anspruch 10, bei dem die Membrane aus hydrophilem Material besteht, die zweite Fläche sich an der Innenseite des Rohres befindet und die zweite Flüssigkeit eine nahezu nicht mit Wasser vermischbares organisches Lösungsmittel ist.

13. Ein Verfahren nach Anspruch 10, bei dem die Membrane aus hydrophobem Material besteht, die erste Fläche sich an der Innenseite des Rohres befindet und die erste Flüssigkeit eine nahezu nicht mit Wasser vermischbares organisches Lösungsmittel ist.

14. Ein Verfahren nach Anspruch 10, bei dem die Membrane aus hydrophobem Material besteht, die zweite Fläche sich an der Innenseite des Rohres befindet und die zweite Flüssigkeit eine Lösung in Wasser ist.

15. Ein Verfahren nach einem der Ansprüche 1-4, bei dem die Membrane in Form einer hohlen Faser ausgeführt ist.

16. Ein Verfahren nach Anspruch 15, bei dem die Membrane aus hydrophilem Material besteht, die erste Fläche sich am Hohlraum befindet und die erste Flüssigkeit eine Lösung in Wasser ist.

17. Ein Verfahren nach Anspruch 15, bei dem die Membrane aus hydrophilem Material besteht, die zweite Fläche sich am Hohlraum befindet und die zweite Flüssigkeit ein nahezu nicht min Wasser vermischbares organisches Lösungsmittel ist.

18. Ein Verfahren nach Anspruch 15, bei dem die Membrane aus hydrophobem Material besteht, die erste Fläche sich am Hohlraum befindet und die erste Flüssigkeit ein nahezu nicht mit Wasser vermischbares organisches Lösungsmittel ist.

19. Ein Verfahren nach Anspruch 15, bei dem die Membrane aus hydrophobem Material besteht, die zweite Fläche sich am Hohlraum befindet und die zweite Flüssigkeit eine Lösung in Wasser ist.

20. Ein Verfahren nach einem der Ansprüche 1-4, bei dem der Katalysator ein homogener, nicht biologischer Katalysator ist.

21. Ein Verfahren nach einem der Ansprüche 1-4, bei dem der Katalysator ein Enzym ist.

22. Ein Verfahren nach einem der Ansprüche 1-4, bei dem der Katalysator an ein Makromolekül gebunden wird.

23. Ein Verfahren nach einem der Ansprüche 1-4, bei dem der Katalysator an ein Polysaccharid gebunden wird.

24. Ein Verfahren nach einem der Ansprüche 1-4, bei dem der Katalysator an ein Protein gebunden wird.

25. Ein Verfahren nach einem der Ansprüche 1-4, bei dem der Katalysator an ein Polymer gebunden wird.

26. Ein Verfahren nach einem der Ansprüche 1-4, bei dem der Katalysator an ein in Wasser lösliches Polymer gebunden wird.

27. Ein Verfahren nach den Ansprüchen 22-26, bei dem eine kovalente Bindung des Katalysators stattfindet.

28. Ein Verfahren nach einem der Ansprüche 1-4, bei dem der Katalysator eine ganze Zelle ist.

29. Ein Verfahren nach den Ansprüchen 3 und 4, bei dem ein Reaktionsbestandteil in der ersten Flüssigkeit zugeführt und ein Reaktionsprodukt in der zweiten Flüssigkeit abgeführt wird.

30. Ein Verfahren nach den Ansprüchen 3 und 4, bei dem ein Reaktionsbestandteil in der zweiten Flüssigkeit zugeführt und ein Reaktionsprodukt in der ersten Flüssigkeit abgeführt wird.