DE3235658A1 - Analyseeinheit - Google Patents

Description

Henkel, Pfenning, Feiler, Hänzel & Meinig f Patentanwälte

European Patent Attorneys Zugelassene Vertreter vor dem Europäischen Patentamt

Dr. phil. G. Henkel. München Dipl.-Ing, J. Renrang, Berlin Dr. rer. nat L Feiler, München Dipl.-Ing. W. Hänzel, M ünchen Dipi.-Phys. K. H. Meinig, Berlin Dr. Ing. A. Butenschön, Berlin

fvtöhlstraße 37
D-8000 München 80

Tel!: 089/982085-87

"Telex: 05 29 802 hnWd

Teiegramme: ellipsoid

PP-1274-2

KONISHIROKÜ PHOTO INDUSTRY CO.,LTD.,
Tokio, Japan

Analyseneinheit

Änalyseneinheit

Die Erfindung betrifft allgemein eine Analyseneinheit,
insbesondere eine Änalyseneinheit zur Analyse eines gegebenen speziellen Bestandteils in einer Flüssigkeit.
Mit Hilfe der erfindungsgemäßen Analyseneinheit läßt sich im Rahmen von Tests eine quantitative Analyse spezieller Bestandteile in einer biologischen Flüssigkeitsprobe
Vj, durchführen.

Es gibt zahlreiche Methoden zur Analyse von Verbindungen oder Bestandteilen in Flüssigkeitsproben» Diese Methoden lassen sich — allgemein gesagt - in zwei Arten einteilen, nämlich in eine, bei welcher die Reaktion in einer
Flüssigkeit erfolgt, und eine andere, bei welcher die
Reaktion im Festzustand abläuft.

Analytische Reaktionen in Lösungen können sowohl manuell als auch automatisch mit sogen, quantitativ arbeitenden Analysengeräten durchgeführt werden. Letzterer Maßnahmen bedient man sich in zunehmendem Maße in klinischen

Diagnoselabors.
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Quantitativ arbeitende automatische Analysengeräte eignen sich besonders gut zur Analyse von Blutproben. Ein zur
• Durchführung kontinuierlicher Analysen geeignetes auto-

m· matisches Analysengerät ist beispielsweise aus der OS-PS ^{r 3δ} 2 797 149 bekannt.

Bei Verwendung solcher Analysengeräte werden quantitative Messungen durchgeführt, indem zunächst die zu analysierende Probe, ein Verdünnungsmittel und die benötigten Analysenreagentien miteinander vermischt und die erhaltene Mischung dann in die eigentliche Analyseneinheit überführt und darin reagieren gelassen wird. Schließlich erfolgt die quantitative Bestimmung der gebildeten Reaktionsprodukte .

Kontinuierlich arbeitende Analysengeräte sind jedoch kompliziert aufgebaut und kostspielig und müssen darüber hinaus von einer erfahrenen Bedienungsperson bedient werden. Ferner sind wiederholte Waschvorgänge erforderlich, was einen erheblichen Arbeits- und Zeitaufwand bedingt. Schließlich fallen bei derartigen Waschvorgangen erhebliche Mengen an Abwässern an, die eine Umweltverschmutzung hervorrufen könnten.

Im Gegensatz zu den beschriebenen Analysensystemen, in denen Lösungen analysiert werden, gibt es auch trocken arbeitende Analysensysteme. Sie werden beispielsweise durch Eintauchen eines absorptionsfähigen Trägers, z.B. von Filterpapier, in eine Analysenreagenslösung und anschließendes Trocknen hergestellt {vgl. US-PS 3 050 373 und 3 061 523).

Die Analyse mit Hilfe eines solchen Testpapiers oder -Streifens erfolgt durch Eintauchen desselben in eine flüssige Probe des zu analysierenden Materials und Herausnehmen des Testpapiers oder -Streifens zur Ablesung der Färb- oder Dichteänderung (auf dem Testpapier oder -streifen). Die Ablesung bzw. Bewertung erfolgt hierbei mit bloßem Auge oder mit Hilfe eines Geräts z.B. eines Reflexionsdensitometers.

Testpapiere oder -streifen der beschriebenen Art sind einfach zu handhaben und von besonderem Vorteil, da sie augenblicklich Testergebnisse liefern. Infolge ihres Aufbaus ist jedoch ihre Anwendung immer noch auf qualitative oder halbquantitative Analysen beschränkt.

Aus der JP-OS 21677/1978 ist eine "trocken arbeitende" Blutanalyseneinheit bekannt, die einfach zu handhaben ist und sich durch "hochquantitative Eigenschaften" aus-IQ zeichnet.

Die aus der genannten JP-OS bekannte Blutanalyseneinheit enthält mindestens eine Reagensschicht auf einer Seite eines lichtdurchlässigen und flüssigkeitsundurchlässigen Trägers, die mindestens ein mit einem Bestandteil der zu analysierenden flüssigen Probe reagierendes Reagens enthält und aus einem hydrophilen Kolloid besteht. Darüber hinaus enthält die bekannte Analyseneinheit noch mindestens eine Entwicklungsschicht in Form einer Schicht aus einem nicht-faserartigen, porösen Medium, die sich auf der dem Schichtträger gegenüberliegenden Seite der Reagensschicht befindet und dem zu analysierenden Bestandteil der Flüssigkeitsprobe das Eindringen in die Reagensschicht gestattet.

Nachteilig an der bekannten und eine Reagensschicht mit einem hydrophilen Kolloid, z.B. Gelatine, aufweisenden Blutanalyseneinheit ist jedoch, daß die gebildeten Polymerisatmatrizes aus dem hydrophilen Kolloid für die Inhaltsstoffe einer Flüssigkeitsprobe sowohl durchlässig als auch undurchlässig sind.

Im einzelnen heißt dies, daß wasserlösliche und niedrigmolekulare Verbindungen, wie Glukose, Harnstoff in Blut, Harnsäure, Bilirubin u.dgl., ohne Schwierigkeiten durch

die hydrophile Polymerisatmatrix hindurchdiffundieren können. Andererseits können hochnydrophobe Verbindungen, z.B. Lipide, wie Cholesterinester, Triglyceride u.dgl., durch die Matrizes nicht hindurchdiffundieren und folglieh auch nicht mit den in der Reagensschicht enthaltenen Analysenreagentien reagieren. Dies führt zu erheblichen Fehlern bei der Erstellung quantitativer Analysen.

Ebensowenig können makromolekulare Proteine oder Enzyme, 2Q z.B. Glutamat/Oxaloacetat-Transaminase, Glutamat:Pyruvat-Transaminase u.dgl., durch die Reagensschicht hindurchdiffundieren, so daß sie auch nicht analysiert werden können.

Aus der JP-OS 909859/1980 ist ein poröses teilchenförmiges Gebilde in Form eines durch Agglomeration entstandenen dreidimensionalen Gitters mit nicht-quellbaren, flüssigkeitsundurchlässigen und wärmestabilen organischen Polymerisatteilchen, die mit Hilfe eines davon verschiedenen polymeren Klebemittels aneinandergeklebt sind, bekannt.

Bei der Herstellung dieses Gebildes wird ein klebendes Polymerisat geringer Wärmestabilität, d.h. niedriger Einfriertemperatur (Tg) durch Erwärmen auf die Einfriertemperatur oder darüber erweicht, um die stabilen organischen Polymerisatteilchen miteinander zu verkleben. Hierbei erhält man eine teilchenförmige Struktur mit untereinander verbundenen Hohlräumen. Wenn man jedoch bei der Ausbildung der teilchenförmigen Struktur eine größere Menge Klebemittel verwendet, verringert sich das Porenvolumen. Wenn andererseits zu wenig Klebemittel verwendet wird, erreicht man keine ausreichende Haftfestigkeit. Somit muß man das Klebemittel der beschriebenen Art in ganz spezieller Menge zum Einsatz bringen. Darüber hinaus muß das gesamte Klebemittel an ganz bestimmten Stellen

zwischen den thermisch stabilen Polymerisatteilchen appliziert werden. Folglich bereitet es Schwierigkeiten, das Porenvolumen auf einem bestimmten Wert zu halten. Ein weiterer Nachteil des bekannten Gebildes ist die geringe Haftfestigkeit. Dies ist darauf zurückzuführen, daß perlenförmige inerte Polymerisatteilchen lediglich durch Deformation aufgrund einer thermischen Erweichung eines Klebemittels (aneinander) gebunden sind.

JO Nachteilig an der aus der zuletzt genannten JP-OS bekannten Analyseneinheit hinsichtlich ihrer funktioneilen Wirksamkeit ist ferner, daß die Entwicklung einer Flüssigkeitsprobe in seitlicher Richtung erfolgt. Die in seitlicher Richtung in der Entwicklungsschicht entwickelte Flüssigkeitsprobe kann bei Applikation auf die Reagensschicht in dieser ebenfalls in seitlicher Richtung entwickelt werden. Diese sogen, "sekundäre Entwicklung" verschlechtert die Nachweisempfindlichkeit.

Da die bekannte Analyseneinheit ein hydrophobes Polymerisat enthält, bereitet es erhebliche Schwierigkeiten, darin eine Flüssigkeitsprobe festzuhalten, d.h. in der Reagensschicht läuft die Analysenreaktion nur unzureichend ab,

Demgegenüber betrifft die Erfindung eine Analyseneinheit aus

a) einem lichtdurchlässigen und flüssigkeitsundurchlässigen Träger;

b) mindestens einer Reagensschicht mit mindestens einem

Reagens, das mit einem in einer Flüssigkeitsprobe enthaltenen Bestandteil zu reagieren vermag^ und

c) mindestens einer Entwicklungsschicht, die auf der Reagensschicht auf der dem Schichtträger gegenüber-

liegenden Seite angeordnet ist, um dem (zu analysierenden) Bestandteil in der Flüssigkeitsprobe den Zutritt zu der Reagensschicht zu ermöglichen,

wobei mindestens eine der Reagensschichten aus polymeren teilchenförmigen Einheiten mit mehrschichtigem Kern/Hüllen-Aufbau mit einem hydrophoben und im wesentlichen in der Flüssigkeitsprobe nicht quellbaren Kern und einer hydrophilen Außenhülle gebildet ist.

Eine Analyseneinheit gemäß der Erfindung vermag rasch eine Flüssigkeitsprobe in ihre Reagensschicht aufzunehmen, und zwar unabhängig davon, ob das Molekulargewicht des zu analysierenden Bestandteils der Flüssigkeitsprobe hoch oder niedrig oder ob er wasserlöslich oder hydro-

!5 phob ist.

Eine Analyseneinheit gemäß der Erfindung ist so aufgebaut, daß sie einerseits ohne Schwierigkeiten eine darauf applizierte Flüssigkeitsprobe mit den verschiedensten zu analysierenden Bestandteilen aufzunehmen und auch in ihrem Inneren gleichmäßig zu verteilen vermag.

Die Reagensschicht einer erfindungsgemäßen Analyseneinheit besteht aus polymeren teilchenförmigen Einheiten mit Kern/Hülle-Doppelschichtstruktur mit einem Kern, der vorzugsweise hydrophob und in einer Flüssigkeitsprobe praktisch nicht quellbar ist, und einer den Kern umgebenden hydrophilen Hülle. Die Einheiten sind an ihren Berührungsstellen durch wechselseitige Haftung der aneinanderstoßenden hydrophilen Hüllenteile aneinander gebunden .

Trotz der vorhandenen gegebenen Menge an Poren besitzt das Gebilde eine ausreichende Festigkeit, um sein Aussehen und sein Gefüge auch bei Einwirkung äußerer physi-

kalischer Kräfte beizubehalten.

Die in dem beschriebenen Gebilde vorhandenen Poren gestatten bei Applikation einer Flüssigkeitsprobe selbstverständlich praktisch keine Entwicklung in seitlicher Richtung.

Die polymeren teilchenförmigen Einheiten können eine Größe von etwa O,1 bis etwa 200, vorzugsweise von 0,3 IQ bis 100/um aufweisen.

Das Porenvolumen der aus diesen teilchenförmigen Einheiten bestehenden Reagensschicht kann innerhalb eines Bereichs von etwa 20 bis etwa 85 % einen beliebigen Wert annehmen.

Das in den teilchenförmigen Einheiten herrschende Verhältnis von hydrophilem Anteil zu hydrophobem Anteil kann jeden gewünschten Wert annehmen, solange die Poren in der Reagensschicht durch die applizierte Flüssigkeitsprobe nicht verstopft werden.

Somit beträgt der hydrophile Anteil allgemein etwa 0,05 bis 90, zweckmäßigerweise etwa 0,1 bis 50, vorzugsweise etwa 0,5 bis 25 Gew.-%, während der hydrophobe Anteil allgemein etwa 10 bis 99,95, zweckmäßigerweise etwa 50 bis 99,9, vorzugsweise etwa 75 bis 99,5 Gew.-% ausmacht.

Die hydrophobe Natur und die fehlende Quellbarkeit durch eine Flüssigkeitsprobe des Kernanteils in den polymeren teilchenförmigen Einheiten bedingen, daß die zu analysierende Flüssigkeitsprobe den Kern nicht nennenswert zu durchdringen vermag. Unter "ünquellbarkeit" ist zu verstehen, daß der Kernanteil beim Inberührunggelangen mit einer Flüssigkeit praktisch nicht quillt.

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Den Quellbarkeitsgrad in einer gegebenen Flüssigkeit kann man mit Hilfe eines Quellungsmeßgeräts der von A.Green & G.I.P. Levenson in "Journal of Photographic Science", Band 20, Seite 205 (1972) beschriebenen Art bestimmen.

Bei einer solchen Bestimmung wird auf einem Polyethylenterephthalat-Schichtträger

1. ein selbsttragender Film aus dem im vorliegenden Fall als teilchenförmiges Material dienenden hochmolekularen Polymerisat oder

2. eine Schicht einer Stärke (in trockenem Zustand) von 50 - 100 ,um

ausgebildet. Danach wird mit Hilfe eines Quellungsmeßgeräts der beschriebenen Art die prozentuale Zunahme des Films bzw. der Schicht nach etwa 25-minütigem Eintauchen in ein Flüssigkeitsbad einer Temperatur von 38°C bestimmt. Vorzugsweise kann man als hochmolekulares Polymerisat zur Herstellung der teilchenförmigen Einheiten ^eiⁿ Polymerisat des in der geschilderten Weise ermittelten Quellungsgrads von unter etwa 20 %, vorzugsweise von unter etwa 10 % verwenden.

Als Monomere zur Herstellung des gewünschten hydrophoben und durch eine Flüssigkeitsprobe nicht quellbaren Kernanteils eignen sich sämtliche Monomere alleine oder in Kombination, sofern sie letztendlich den angegebenen Bedingungen genügen.

Beispiele für geeignete Monomere sind Styrole, z.B. Styrol selbst, p-Chlorstyrol u.dgl., Acrylate, z.B. Methylacrylat, Ethylacrylat, n-Butylacrylat u.dgl., Methacrylate, wie Methylmethacrylat, Ethylmethacrylat, n-Butylmethacrylat u.dgl., (Meth)acry!nitrile, z.B. Acrylnitril, Methacrylnitril u.dgl., Vinylhalogenide,

wie Vinylchlorid, Vinylfluorid u.dgl., Vinylidenhalogenide, z.B. Vinylidenchlorid, Vinylidenfluorid u.dgl., konjugierte Diene, wie 1,3-Butadien, Isopren, 2,3-Dimethy1-1,3-butadien u.dgl., vernetzende Monomere, z.B.

Diviny!benzol, Ethylenglykoldimethacrylat u.dgl., und Monomere mit nicht durch Radikalkettenpolymerisation polymerisierbaren funktioneilen Gruppen, z.B. Glycidylmethacrylat, Aziridylethylmethacrylat, Vinylisocyanat u.dgl.

Die zur Ausbildung des hydrophilen Polymerisatteils für die Außenhülle der polymeren teilchenförmigen Einheiten geeignete hydrophile Polymerisate bestehen aus wasserlöslichen Polymerisaten. Bei der Herstellung solcher wasserlöslicher PoIy-

j5 merisate können wasserlösliche Monomere zum Einsatz gelangen.

Beispiele für wasserlösliche Polymerisate sind Gelatinesorten, wie Gelatine selbst, säurebehandelte Gelatine, wasserlösliche Cellulosederivate, z.B. Carboxymethylcellulose, Hydroxyethylcellulose u.dgl., Pullulan oder Pullulanderivate, z.B. Carboxymethy!pullulan und wasserlösliche Viny!polymerisate, z.B. Polyvinylalkohol, Polyvinylpyrrolidon, Polyacrylamid, Polymethacrylamid u.dgl.

Zur Herstellung wasserlöslicher Polymerisate geeignete wasserlösliche Monomere können auf verschiedene Weise polymerisiert werden. Beispiele für solche Monomere sind Vinylsäureamide, z.B. Acrylamid, Methacrylamid u.dgl sowie heterocyclische Vinylverbindungen, z.B. N-Vinylpyrrolidon, N-Vinylimidazol u.dgl.

Wie bereits erwähnt, erhält man die erfindungsgemäß benötigten polymeren teilchenförmigen Einheiten bei gemeinsamer Verwendung der verschiedensten hydrophoben

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Monomeren und wasserlöslichen Polymerisate oder zur Ausbildung wasserlöslicher Polymerisate fähigen Monomeren.

Die Polymerisate erhält man nach den verschiedensten PoIymerisationsverfahren. Ohne Schwierigkeiten lassen sie sich beispielsweise in üblicher bekannter Weise durch Emulsions-, Suspensions- und/oder Impfpolytterisation, durch Mikroeinkapselung u.dgl. synthetisieren.

Im folgenden werden Beispiele für erfindungsgemäß bei den polymeren teilchenförmigen Einheiten benutzbare Kombinationen angegeben:

1. Polyvinylalkohol/Styrol {Polymerisationsverhältnis: 5/95);

2. Polyvinylpyrrolidon/(Styrol/Methylmethacrylat; Gew.-Verhältnis: 50/50) (Gewichtsverhältnis: 8/92);

3. Gelatine/Styrol (Gew.-Verhältnis: 2/98),·

4. Hydroxyethylcellulose/Methylmethacrylat (Gew.-Verhältnis: 12/88);

5. Gelatine/(Styrol/Divinylbenzol; Gew.-Verhältnis: 98:2) (Gew.-Verhältnis: 7/93);

6. Methylcellulose/iButadien/Acrylnitril; Gew.-Verhältnis: 50/50) (Gew.-Verhältnis: 1/99);

7. Polyvinylpyrrolidon/Ethylacrylat (Gew.-Verhältnis: 15/85);

8. Gelatine/Polystyrol (Gew.-Verhältnis: 5/95); 35

9. Gelatine/(Styrol/Glycidylmethacrylat; Gew.-Verhältnis: 95:5) (Gew.-Verhältnis: 2/98);

10. Polyvinylalkohol/Polymethylmethacrylat (Gew.-Verhältnis: 3O/7O);

11. Polyvinylalkohol/Polyethylacrylat (Gew.-Verhältnis: 20/80);

12. Polyacrylamid/(Styrol/Divinylbenzl; Gew.-Verhältnis: 98/2) (Gew.-Verhältnis: 3/97);

13. Polyvinylalkohol/(Styrol/n-Butylmethacrylat; Gew.-Verhältnis:70/30) (Gew.-Verhältnis: 15/85);

14. Methylcellulose/Polyaerylsäure (Gew.-Verhältnis: 20/80);

15. Vinylpyrrolidon/Styrol/Methylmethacrylat-Mischpolymerisat (Gew.-Verhältnis: 5/80/15);

16. Acrylamid/N-Vinylpyrrolidon/Styrol-Mischpolymerisat

(Gew.-Verhältnis: 5/3/92);

17. Isopropylacrylamid/Hydroxyethylmethacrylat/Methyl-

methacrylat-Mischpolymerisat (Gew.-Verhältnis: 10/2/88);

18. Methacrylamid/N-Vinylpyrrolidon/Styrol-Mischpolymerisat (Gew.-Verhältnis: 15/5/80);

19. N-Vinylimidazol/N-Vinylpyrrolidon/Styrol-Mischpolymerisat (Gew.-Verhältnis: 15/3/82).

Die folgenden Herstellungsbeispiele sollen die Ausbildung der erfindungsgemäß benötigten, polymeren teilchenförmigen Einheiten näher erläutern.

HERSTELLUNGSBEISPIEL 1

Herstellung der polymeren teilchenförmigen Einheiten 1

Ein Gemisch aus 16Og monomeren Styrole und 4,8 g 2,2'-RzO-bis-(2,4-dimethyIvaleronitril) als Anspringmittel wird in 700 ml einer Lösung mit 3 Gew.-% Trinatriumphosphat und 5 Gew.-% eines handelsübliche^vollständig verseiften Polyvinylalkohols (die Mengen beziehen sich auf das monomere Styrol) eingerührt, wobei ein handelsübliches Strahlrührgerät mit 8000 U/min als Rührwerk verwendet wird. Nach beendeter Zugabe wird 30 min lang weitergerührt« Nachdem eine auf mikroskopischem Wege ermittelte Teilchengröße von etwa 8 ,um erreicht ist, wird das Gemisch in einen mit einem Rührwerk, einem Kühlrohr, einem Einlaß für gasförmigen Stickstoff und einem Thermometer ausgestatteten Vierhalskolben gegossen. Nun wird das Ganze unter einem Stickstoffstrom und unter Rühren mit 200 ü/min bei 60 C 24 h lang polymerisiert. Danach wird der Kolbeninhalt auf Raumtemperatur abgekühlt. Das Trinatriumphosphat wird durch Zersetzung mit verdünnter wäßriger Salzsäure-

lösung entfernt. Nach wiederholtem Waschen mit Wasser werden die Polymerisatteilchen abfiltriert und getrocknet, wobei die gewünschten polymeren teilchenförmigen Einheiten einer durchschnittlichen Teilchengröße von etwa 7/Um

erhalten werden.
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HERSTELLUNGSBEISPIEL 2

Herstellung der polymeren teilchenförmigen Einheiten 9

Unter Rühren wird eine Lösung mit 8 g handelsüblichen Aluminiumoxids und 0,064 g Natriumdodecylbenzolsulfonat in 500 ml entgasten destillierten Wassers mit Hilfe eines handelsüblichen und mit einer Geschwindigkeit von 10 000 U/min umlaufenden Strahlrührgerät mit einem Gemisch aus 76 g Styrol, 4 g Glycidylmethacrylat und 2,4 g 2,2*-Azo-

bis-(2,4-dimethylvaleronitrll)-Anspringmittel versetzt. Die dabei entstehenden ölförmigen Tröpfchen werden bis zu einer Teilchengröße von etwa 2 ,um zerkleinert. Nach weiterem 30-minütigen Rühren wird das Reaktionsgemisch in ein Druckgefäß pberführt und darin 24 h lang in einem Ofen bei 6O°C polymerisiert. Nach dem Herausnehmen aus dem Ofen und Abkühlen auf Raumtemperatur wird das gebildete Polymerisat abfiltriert, in einer wäßrigen alkalischen Lösung eines pH-Werts von etwa 10 dispergiert und dann zur Entfernung des Aluminiumoxids von der Polymerisatoberfläche mit Hilfe eines ültraschallhomogenisators beschallt. Danach wird das Polymerisat abfiltriert, wiederholt mit Wasser gewaschen und getrocknet. 50 g des getrockneten Polymerisats werden erneut in 500 ml einer wäßrigen Lösung mit 2,5 g entionisierter Gelatine dispergiert. Dann werden nach und nach 750 ml Ethanol eingerührt. Hierbei erfolgt eine oberflächliche Einkapselung der Polymerisatteilchen durch die entionisierte Gelatine. Unter kontinuierlichem Rühren wird nun bis zu einem pH-Wert von etwa 1,0 Salzsäure zugesetzt. Danach wird die Temperatur auf 50°C erhöht und das Ganze 30 min lang reagieren gelassen. Schließlich wird die Polymerisatdispersion filtriert und mit Wasser bis zum Neutralwerden des Filtrats gewaschen. Nach dem Trocknen erhält man polymere teilchenförmige Einheiten einer durchschnittlichen Teilchengröße von etwa 2,Um,

HERSTELLUNGSBEISPIEL 3

Herstellung der polymeren teilchenförmigen Einheiten

In einen mit einem Rührwerk, einem Kühlrohr, einem Stickstoffeinlaßrohr und einem Thermometer ausgestatteten Vierhalskolben werden 4,0 g Polyoxyethylennonylphenyläther (n - 30) und 0,01 g Natriumdodecylbenzolsulfonat, die in 500 ml entgasten destillierten Wassers gelöst worden waren,

β t»

eingetragen. Die im Kolben befindliche Lösung wird dann mit 2,1 g N-Vinylpyrrolidon und 97,9 g Styrol versetzt, worauf das Reaktionsgemisbh unter einem Stickstoffstrom mit einer Rührgeschwindigkeit von 200 U/min gerührt wird. Hierbei wird die Temperatur des Kolbeninhalts nach und nach auf 60°C erhöht. Nun werden gleichzeitig wäßrige Lösungen mit 0,25 g Natriumpersulfat bzw. 0,15 g Natriumsulfit (jeweils in 20 ml entgasten destillierten Wassers) zugegeben. Das Ganze wird dann unter Rühren mit 200 U/min bei 60⁰C 10 h lang reagieren gelassen. Nach dem Filtrieren erhält man eine Latexlösung.

Die erhaltene Latexlösung wird nun in einen mit einem Rührwerk, einem Kühlrohr, einem Stickstoffeinlaß und einem Thermometer ausgestatten Vierhalskolben gefüllt und mit 5 g Acrylamid versetzt. Letzteres wird durch Rühren mit 250 ü/min bei Raumtemperatur vnter einem Stickstoffstrom gelöst. Nun wird die Temperatur des Kolbeninhalts auf 50°C erhöht und sein pH-Wert mit konzentrierter Salpetersäure auf etwa 1,5 eingestellt. Danach wird innerhalb von 1 h eine wäßrige Lösung mit 1,1 g Ce (NH₄)₂(NO₃)₆ in entgastem destilliertem Wasser zutropfen gelassen. Nach beendetem Zutropfen wird das Ganze bei derselben Temperatur und derselben Rührgeschwindigkeit 8 h lang zur Beendigung der Umsetzung weiterreagieren gelassen. Schließlich wird der Kolbeninhalt auf Raumtemperatur abgekühlt und filtriert. Danach wird das Reaktionsprodukt in ein Cellophandialyserohr gefüllt und eine Woche lang gegen reines Wasser dialysiert. Das nach dieser Konzentration erhaltene teilchenförmige Produkt besitzt einen durchschnittlichen Teilchendurchmesser von etwa 0,9 ,um.

Die aus polymeren teilchenförmigen Einheiten bestehende Reagensschicht erhält ihre Bindung durch Äneinanderschmelzen der die äußere Hülle der leilchen/bildandeD.- hydrophilen

Polymerisatanteile. Infolge Äneinanderschmelzens dieser hydrophilen Polymerisatanteile behält die Reagensschicht ihr Gefüge auch über längere Zeit hinweg bei.

Der Durchmesser der hierbei entstandenen Poren hängt von der Teilchengröße der verwendeten teilchenförmigen Einheiten ab.

Vermutlich bilden sich Poren eines Durchmessers der IQ Größe von etwa 1/2 bis 1/10 der Größe der Polymerisatteilchen. Unter Berücksichtigung dieser Beziehung kann man Poren beliebiger Porengröße ausbilden.

• Der Porendurchmesser sollte der zu analysierenden Flüsjg sigkeitsprobe angepaßt werden. So sollten beispielsweise im Falle niedrigmolekularer Verbindungen, wie Glukose, Harnsäure oder sonstiger Substanzen, die teilchenförmigen Einheiten eine Größe von etwa 0,05,um aufweisen.

^Im Falle hydrophober niedrigmolekularer Verbindungen, z.B. von Cholesterinestern, ist es möglich, teilchenförmige Einheiten einer Größe von etwa 0,1 ,um oder darüber einzusetzen.

Im Falle von Enzymen, bei denen es sich um Proteine handelt, sollte die Teilchengröße der teilchenförmigen Einheiten etwa 1 ,um oder mehr betragen.

Die von den teilchenförmigen Einheiten gebildeten Poren sollten selbstverständlich (nur) so groß sein, daß sie praktisch keine seitliche Ausbreitung der Flüssigkeitsprobe gestatten.

Die Reagensschicht erfindungsgemäßer Analyseneinheiten kann die zur Analyse der zu analysierenden Substanz er-

forderlichen Reagentien enthalten. Wenn beispielsweise die zu analysierende Substanz aus einem Substrat besteht, kann die Reagensschicht ein zur Zersetzung dieser Substanz zu einer nachweisbaren Verbindung geeignetes Enzym oder,

g wenn die nachzuweisende Substanz aus einem Enzym besteht, ein für das Enzym spezifisches Substrat enthalten.

Ferner kann die Reagensschicht eine die nachweisbare Verbindung beliebig ändernde Verbindung enthalten.

Die Reagensschicht kann ferner Hilfsmittel zur Durchführung der Analysenreaktion, z.B. Puffer oder Konservierungsmittel, enthalten.

jg Die Reagentien können sämtlich in einer Reagensschicht oder abwechselnd in mehreren getrennten Reagensschichten untergebracht sein.

Ferner können in der Reagensschicht hydrophile Kolloide untergebracht werden. So ist es beispielsweise möglich, die erfindungsgemäß gestaltete Reagensschicht mit einer ein hydrophiles Kolloid enthaltenden Reagensschicht zu kombinieren, der erfindungsgemäß ausgestalteten Reagensschicht Makromoleküle einzuverleiben, um darin die Analysenreaktion ablaufen zu lassen und eine Diffusion der gebildeten Verbindung in die Matrix des hydrophilen Kolloids zu ermöglichen. Letzteres diffundiert dann in die Reagensschicht der ein hydrophiles Kolloid enthaltenden unteren Schicht und geht dabei in eine nachweisbare Substanz über.

Eine zur Herstellung der Reagensschicht geeignete Dispersion muß eine zu ihrer Applikation auf einen Schichtträger ausreichende Zeit lang stabil sein.

Zur Herstellung solcher stabiler Dispersionen kann man sich der verschiedensten Maßnahmen einzeln oder in Kombination bedienen. Eine geeignete Maßnahme besteht darin, einem flüssigen Träger ein oberflächenaktives Mittel und ein Polymerisat (wie sie als Beschleuniger oder Bindemittel zur Verteilung oder Stabilisierung von Faserdispersionen zum Einsatz gelangen) einzuverleiben.

Geeignete oberflächenaktive Mittel sind ionische (d.h.

JO anionische oder kationische) oder nicht-ionische Netzmittel. Bevorzugt werden nicht-ionische Netzmittel. Beispiele für nicht-ionische Netzmittel sind Polyaikylenglykolderivate alkylsubstituierter Phenole/ wie 2,5-Ditert.-butyIphenoxypolyethylenglykol, p-Octylphenoxypolyglycidyläther, p-Isononylphenoxypolyethylenglykol und Polyalkylenglykolester von höheren Fettsäuren. Diese Netzmittel steuern die Eindringgeschwindigkeit einer Flüssigkeitsprobe in die Entwicklungsschicht eines faserartigen Gebildes^ und gleichzeitig verhindern sie das Auftreten des unerwünschten "Chromatographiephänomens".

Schließlich wirken solche Netzmittel den verschiedensten unerwünschten Einflüssen von in biologischen Flüssigkeitsproben enthaltenen Proteinen entgegen.

Die Netzmittelmenge kann sehr verschieden sein, zweckmäßigerweise beträgt sie etwa 0,005 bis 10, vorzugsweise 0,05 bis 6 Gew.-% der polymeren teilchenförmigen Einheiten.

Andererseits kann man (zur Stabilisierung der Dispersion der Teilchen in dem flüssigen Träger) auch andere Maßnahmen, z.B. eine Beschallung, eine physikalische Vermischung, ein physikalisches Rühren und eine Einstellung des pH-Werts , durchführen.

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Letztere Maßnahmen lassen sich wirksam mit den vorher geschilderten Maßnahmen kombinieren.

Als flüssiger Träger kann man eine wäßrige Flüssigkeit verwenden. Selbstverständlich eignen sich als flüssige Träger auch noch organische Flüssigkeiten, sofern die Teilchen in solchen Trägern unlöslich sind und ihre Eigenschaften darin behalten. Typische nicht-wäßrige flüssige Träger sind mit Wasser mischbare organische Lösungsmittel, wasserhaltige Mischungen in organischen Lösungsmitteln und geeignete, mit Wasser nicht mischbare organische Lösungsmittel .

Mit Wasser mischbare organische Lösungsmittel sind beispielsweise niedrige Alkohole, z.B. Alkohole mit 1 bis Kohlenstoffatom(en), Aceton und Tetrahydrofuran. Mit Wasser nicht mischbare organische Lösungsmittel sind beispielsweise niedrige Alky!ester, z.B. Ethylacetat, und halogenierte organische Lösungsmittel, z.B. halogenierte Kohlenwasserstoffe, wie Chloroform, Methylchlorid und Tetrachlorkohlenstoff.

Die Reagentien können der erfindungsgemäß ausgestalteten Reagensschicht in üblicher bekannter Weise einverleibt werden. So kann beispielsweise ein wasserlösliches Reagens in Form einer Lösung in die Reagensschicht eingearbeitet werden. Ein wasserunlösliches Reagens kann der Reagensschicht in Form einer bekannten öligen Dispersion oder nach dem Direktdispersionsverfahren, wie sie auf photographischem Gebiet bekannt sind, einverleibt werden.

Die erfindungsgemäß ausgestaltete Reagensschicht und sonstige Schichten können nach den verschiedensten Auftragverfahren , z.B. durch Tauchbeschichtung, Beschichtung mittels eines Luftmessers oder Vorhangbeschichtung oder

durch Extrusionsbeschichtung mit Hilfe eines Trichters {vgl. US-PS 2 681 294) hergestellt werden. Gegebenenfalls kann man sich hierbei auch zum gleichzeitigen Auftragen von zwei oder mehreren Schichten der aus der US-PS 2 761 791 und GB-PS 837 095 bekannten Maßnahmen bedienen.

Die Trocknungstemperatur wird vorzugsweise so gewählt, daß die hydrophilen Polymerisatteile der Äußenhülle der teilchenförmigen Einheiten miteinander verschmelzen kön- ^q nen und daß in der Reagensschicht enthaltene Reagentien, insbesondere Proteine, wie Enzyme, nicht denaturiert werden. Zweckmäßigerweise trocknet man bei einer Temperatur von etwa 55 C oder darunter, vorzugsweise bei einer Temperatur von etwa 50°C oder darunter.

Als Schichtträger einer erfindungsgemäßen Analyseneinheit kommt jeder Schichtträger in Frage, solange er flüssigkeitsundurchlässig und lichtdurchlässig ist. Geeignet sind beispielsweise Schichtträger aus den verschiedensten

2Q Polymerisaten, wie Celluloseacetat, Polyethylenterephthalat, Polycarbonat oder Polystyrol. Die Dicke des Schichtträgers kann beliebig sein, zweckmäßigerweise beträgt sie jedoch etwa 50 - 250,um. Diejenige Schichtträgerseite, von der aus das Änalysenergebnis betrachtet bzw. bewertet wird,

2g kann in beliebiger Weise bearbeitet werden. In einigen Fällen kann auf derjenigen Seite des Schichtträgers, auf der sich die Reagensschicht befindet, zur Verbesserung der Haftung zwischen Reagensschicht und Schichtträger eine lichtdurchlässige Haftschicht vorgesehen sein.

Die Entwicklungsschicht einer erfindungsgemäßen Analyseneinheit kann aus einer einschlägig bekannten Entwicklungsschicht bestehen, solange sie die aus der JP-OS 21677/1978 ersichtlichen Forderungen erfüllt. Diese Forderungen sind:

Sie muß ein konstantes Volumen einer Flüssigkeitsprobe gleichmäßig auf ein konstantes Volumen pro Flächeneinheit durch die Reagensschicht verteilen;

sie muß aus der Flüssigkeitsprobe die Analysenreaktion störende Substanzen oder Faktoren entfernen und

sie muß eine Hintergrundwirkung entfalten, die das durch den Schichtträger während einer spektralphotometrischen Analyse hindurchtretende (gemessene) Licht reflektiert.

Die Entwicklungsschicht einer erfindungsgemäßen Analyseneinheit kann sämtliche drei Funktionen erfüllen. Die drei Funktionen können jedoch auch getrennt von mehreren Schichten unterschiedlicher Wirkungen wahrgenommen werden. Es ist auch möglich, eine einzige Schicht mit zwei der drei Funktionen vorzusehen und die restliche Funktion von einer weiteren Schicht erfüllen zu lassen. So kann beispielsweise eine Entwicklungsschicht aus einem nichtfaserförmigen, porösen Medium ("Polymerisatbürste" mit Titandioxid und Cellulosediacetat) (vgl. JP-OS 21677/1978) vorgesehen sein. Ferner können Entwicklungsschichten faserförmiger Struktur (vgl. JP-OS 24576/1981, 13203/1981 und 65446/1981) vorgesehen werden. Eine Entwicklungsschicht faserförmiger Struktur eignet sich besonders gut, da sie einen raschen Zutritt von Blutzellen zuläßt. Darüber hinaus eignet sie sich auch zur raschen Zufuhr von Makromolekülen.

Eine erfindungsgemäße Analyseneinheit kann jeden beliebigen (geeigneten) Aufbau aufweisen. Je nach dem beabsichtigten Einsatzgebiet kann bei einer erfindungsgemäßen Analyseneinheit auch eine Reagensschicht des beschriebenen Aufbaus mit den verschiedensten funktioneilen Schichten, reagenshaltigen Schichten und Einheiten, z.B. einer Reagens-

schicht, Reflexionsschicht, Haftschicht (vgl. US-PS

3 992 158), Strahlungsblockierschicht (vgl. ÜS-PS

4 042 335), Sperrschicht (vgl. ÜS-PS 4 066 403), Aufzeichnungsschicht (vgl. US-PS 4 144 306), die Wanderung von Substanzen verhindernden Schicht (vgl. US-PS 4 166 093), Szintillationsschicht (vgl. US-PS 4 127 499), Fängerschicht (vgl. JP-OS 90859/1980) und einem zerbrechlichen, behälterartigen Bauteil (vgl. US-PS 4 110 079), kombiniert sein.

Die Ausbildung der verschiedenen Schichten und das Einfügen der verschiedenen Schichten können in der in den genannten Literaturstellen geschilderten Weise erfolgen« In den genannten Literaturstellen finden sich auch Anga-

2g ben über die bei der Herstellung der verschiedenen Schichten benötigten Substanzen.

Die verschiedenen Schichten einer erfindungsgemäßen Analyseneinheit werden miteinander in "Fluidumkontakt¹¹ gebracht. Unter "Fluidumkontakt" ist zu verstehen, daß die einzelnen Schichten miteinander derart zusammenarbeiten oder -wirken, daß ein Fluidum, d.h. eine Flüssigkeit oder ein Gas, unter den eingehaltenen Bedingungen von einer Schicht zur anderen Schicht vordringen kann.

Ein solcher Fluidumkontakt erfolgt vorzugsweise gleichmäßig längs der Berührungsfläche zwischen den Fluidumkontaktschichten. Die Fluidumkontaktschichten können einander benachbart angeordnet oder voneinander durch eine dazwischenliegende Zone getrennt sein. Auch eine solche dazwischenliegende Zone befindet sich unter "Fluidumkontakt" und darf folglich den Durchtritt eines Fluidums nicht hemmen oder verhindern.

Die Reagensschicht einer erfindungsgemäßen Analyseneinheit kann üblicherweise ein oder mehrere Reagens (Reagen-

tien) enthalten. Bei der Wechselwirkung mit einer zu analysierenden Substanz oder einem Reaktionsprodukt oder Zersetzungsprodukt einer zu analysierenden Substanz oder bei Applikation einer Fluidumprobe mit einer zu analysierenden Substanz auf eine Änalyseneinheit mit der Reagensschicht ist bzw. sind in der Reagensmasse wechselseitig aufeinander einwirkende Bestandteile enthalten. Durch eine solche Wechselwirkung wird eine Freigabe von vorher in der Änalyseneinheit gebildeten nachweisbaren Substan- ^Q zen, eine Bildung nachweisbarer Substanzen oder eine Bildung nachweisbarer Änderungen in der Änalyseneinheit möglich.

Unter "Wechselwirkung" ist eine chemische, katalytische 2g (Bildung eines Enzym-Substrat-Konjugats), immunogene (Antigen-Antikörper-Reaktion) oder,eine sonstige Art einer elektrischen, chemischen oder physikalischen Wirkung zu verstehen.

über diese elektrischen, chemischen oder physikalischen Wirkungen kommt es zu einer Freigabe oder Bildung oder zu einem Auftreten nachweisbarer Änderungen in der Analyseneinheit. Durch diese Änderungen kann man direkt oder indirekt die Anwesenheit und/oder Konzentration an der zu analysierenden Substanz oder dem Reaktionsprodukt oder Zersetzungsprodukt derselben bestimmen.

Die erfolgte nachweisbare Änderung wird vorzugsweise durch Strahlungsmessung bestimmt. Unter "Strahlungsmessung" ist der Nachweis elektromagnetischer Strahlung, z.B. colorimetrische Messung, Fluoreszenzmessung, Strahlungszählung, Phosphoreszenzmessung oder Emissionsmessung zu verstehen.

Erfindungsgemäß nachweisbare Komponenten oder Bestandteile

sind beispielsweise durch colorimetrisehe Messung nachweisbare Farbstoffe, Pigmente und Komplexe, durch Fluoreszenziaessung, Emissionsmarkierung, radioaktive Markierung, chemische Reagentien, Antigene, Haptene, immunologische Mittel, z.B. Antikörper und Antikörper-Antigen-Konjugate, Enzyme und dergleichen nachweisbare Farbstoffe, Pigmente und Komplexe sowie deren Vorläufer und Reaktionsprodukte (vgl. diesbezüglich ÜS-PS 3 992 158, BE-PS 862 955 und EP-OS 0002963}.

Mit Hilfe einer erfindungsgemäßen Analyseneinheit lassen sich Vollblut, Serum und Plasma analysieren. Weiterhin kann man mit Hilfe einer erfindungsgemäßen Analyseneinheit auch noch andere Körperfluide, z.B. urin, Lymphe, Neurolymphe u.dgl. analysieren.

Bei Verwendung von Vollblut kann man erforderlichenfalls

eine Strahlungsblockierschicht oder eine sonstige reflektierende Schicht vorsehen, um eine Blockade der zum Nachweis dienenden Strahlung durch die Blutzellen zu vermeiden. Wenn die Färbung der Blutzellen direkt, beispielsweise im Falle einer Hämoglobinanalyse, beobachtet wird, braucht man selbstverständlich keine Reflexionsschicht vorzusehen.

Nachdem sich bei Gebrauch einer erfindungsgemäßen Analyseneinheit ein Analysenergebnis in Form einer nachweisbaren Änderung eingestellt hat, wird dieses Analysenergebnis je nach der erfolgten nachweisbaren Änderung durch Reflexionsspektralphotometrie, Emissionsspektralphotometrie oder Reflexionsfluoreszenzspektralphotometrie oder Szintillationszählung gemessen. Die hierbei erhaltenen Meßwerte dienen unter Heranziehung einer vorher aufgestellten Eichkurve zur Ermittlung der unbekannten Menge der zu analysierenden Substanz{en).

Bei einer erfindungsgemäßen Analyseneinheit der geschilderten Bauweise wird eine fließfähige Probe, z.B. eine Flüssigkeit, von der Seite der Entwicklungsschicht her zugeführt und die Analysenreaktion von der Seite des durchsichtigen Schichtträgers her beobachtet.

Auf eine Analyseneinheit gemäß der Erfindung werden etwa 5 bis etwa 50, zweckmäßigerweise etwa 5 bis etwa 20, vorzugsweise etwa 20 ,ul Fluidumprobe appliziert.

Die in einer erfindungsgemäßen Analyseneinheit ablaufende

analytische Reaktion kann je nach der durchzuführenden Analyse beliebig gewählt werden. Eine erfindungsgemäße Analyseneinheit kann beispielsweise in der klinischen jg Chemie, insbesondere zur Analyse biologischer Flüssigkeitsproben, z.B. von Blut oder Urinkomponenten, verwendet werden.

Durch geeignete Wahl der Analysenreagentien kann eine erfindungsgemäße Analyseneinheit zur Analyse der verschiedensten Bestandteile, einschließlich niedrigmolekularer Verbindungen, wie Glukose, Harnstoff, Stickstoff, Ammoniak, Harnsäure, Cholesterin, Triglyceriden, Kreatin, Kreatinin, Bilirubin u.dgl. _f sowie Proteinenzymen, wie Glutamat/Oxalacetat-Transaminase, Glutamat/Pyruvat-Transaminase, Milchsäuredehydrogenase u.dgl. verwendet werden.

Die folgenden Beispiele sollen die Erfindung näher veranschaulichen.

B e i s ρ i e 1 1

Ein mit einer Haftschicht versehener, durchsichtiger Polyethylenterephthalatschichtträger einer Stärke von etwa 180yUm wird mit einer Reagensschicht I (erfindungs-

gemäß) bzw. einer Reagensschicht I¹ (Vergleichsversuch) entsprechend der folgenden Tabelle I versehen. Auf die jeweilige Reagensschicht wird entsprechend der folgenden Tabelle II eine Entwicklungsschicht aufgetragen. Hierbei erhält man erfindungsgemäße Analyseneinheiten I-A und I-B sowie Vergleichsanalyseneinheiten H-A und H-B {vgl. Tabelle III).

10

TABELLE I

15 20 25 30

Reagensschicht I (erfindungsgemäß)	Reagensschicht einer Stärke, gemes sen in trockenem Zustand, von etwa 2 20,um mit, jeweils pro dm Träger fläche, 0,35 g an polymeren teil chenförmigen Einheiten (1) einer durchschnittlichen Teilchengröße von etwa 7 ,um und 0,015 g p-Nonylphenoxypolyethylenoxid als Aktivator.
Reagensschicht I1 (Vergleichsversuch)	Reagensschicht einer Stärke, gemes sen in trockenem Zustand, von etwa 2 20 ,um mit, jeweils pro dm Träger fläche, 0,22 g Gelatine und 0,015 g p-Nonylphenoxypolyethylenoxid als Aktivator.

35

TABELLE II

10

15

20

Entwicklungsschicht A	Entwicklungsschicht einer Stärke, gemessen in trockenem Zustand, von etwa 300,um (vgl. JP-OS 65446/1981) mit 0,75 g eines Styrol/Glycidyl- methacrylat-Mischpolymerisats (Gew.-Verhältnis: 90/10}, 14ml Xylol, 5 g Fasern und 0,5 g Octylphenoxypolyethoxyethanol.
Entwicklungsschicht B	Entwicklungsschicht einer Stärke, gemessen in trockenem Zustand, von etwa 150 .um (vgl. US-PS 3 9$2 158} ' 2 mit, jeweils pro dm Trägerfläche, 0,3 g Titandioxid und 0,037 g Cellulosediacetat

25

TABELLE III

30 35

Prüfling	Reagensschicht	Entwicklungsschicht
I-A erfindungs gemäß	Reagensschicht I	Entwicklungsschicht A
I-B erfindungs gemäß	Reagensschicht I	Entwicklungsschicht B
Vergleichs prüfling H-A	Reagensschicht I1	Entwicklungsschicht A
Vergleichs prüfling H-B	Reagensschicht I1	Entwicklungsschicht B

► t* *

Auf die erfindungsgemäßen Analyseneinheiten und Vergleichsanalyseneinheiten werden 10 ,um einer 5%igen wäßrigen Rinderserumalbuminlösung aufgetropft. Nach dem Trocknen wird die Entwicklungsschicht entfernt, worauf jede

§ Reagensschicht nach der Mikrobiuretmethode über eine Farbänderung zum Nachweis von Rinderserumalbumin betrachtet wird.

Es zeigt sich, daß keine auf Rinderserumalbumin basierende Färbung auf den Reagensschichten der Vergleichsanalyseneinheiten H-A und II-B feststellbar ist, d.h. sie zeigen eine recht schlechte "Festhaltkapazität·¹. Andererseits zeigen die Reagensschichten der erfindungsgemäßen Analyseneinheiten I-A und I-B deutliche Färbungen. Dies zeigt, daß die erfindungsgemäß ausgebildeten Reagensschichten eine hervorragende "Festhaltfähigkeit" für in einem Fluidum enthaltene Bestandteile aufweisen.

Beispiel

Beispiel 1 wird wiederholt, wobei jedoch anstelle der polymeren teilchenförmigen Einheiten (1) in der Reagensschicht I polymere teilchenförmige Einheiten (9} einer durchschnittlichen Teilchengröße von etwa 2,um verwendet und den zur Herstellung der Reagensschichten (I bzw. I¹)

2
verwendeten Massen (pro m Trägerfläche der fertigen Schichten) 0,75 g 4-Methoxy-1-naphthol, 600 Einheiten Cholesterinoxidase, 2000 Einheiten Cholesterinesterase, 0,215 g Dimedon und 7000 Einheiten Peroxidase zugesetzt werden. In entsprechender Weise wie die Prüflinge I-A und I-B bzw. Vergleichsprüflinge H-A und H-B von Beispiel 1 werden erfindungsgemäß Analyseneinheiten IH-A und IH-B bzw. Vergleichsanalyseneinheiten IV-A und IV-B hergestellt.

rs SZ

Auf die erhaltenen Analyseneinheiten werden jeweils 10 ,ul 100 mg/dl, 200 mg/dl wäßriger Standardcholesterinlösungen und Standardserum aufgetropft. Nach 10-minütiger Inkubation bei 36 C wird die Reflexionsdichte mit rotem Licht mit Hilfe eines handelsüblichen Densitometers gemessen.

TABELLE IV

Prüfling	Reflexionsdichte (D0) JS. .	Cholesterinstandard- lösung	200 mg/dl	Standard- serum
erfindungsgemäße Analyseneinheit 111-A	Schleier	100 mg/dl	0,58	0,41
erfindungsgemäße Analyseneinheit IH-B	0,15	0,38	0,53	0,48
Vergleichsanaly seneinheit IV-A	0,22	0,36	0,21	0,20
Vergleichsanaly- seneinheit IV-B	0,20	0,21	0,23	0,21
0,23	0,22

Die in Tabelle IV zusammengefaßten Ergebnisse zeigen, daß bei den Vergleichsanalyseneinheiten praktisch keine Färbung auftritt. Dies zeigt, daß in der Reagensschicht kein Cholesterin bzw. Cholesterinester festgehalten wird.

3235858

1 Im Gegensatz dazu zeigen die erfindungsgemäßen Analyseneinheiten eine gute Färbung, was darauf hindeutet, daß die jeweilige Reagensschicht ihre Funktion in ausreichendem Maße zu erfüllen vermag.

Claims (10)

1. 3235159

   PATENTANSPRÜCHE

   . 1J Analyseneinheit, gekennzeichnet durch

   a) einen lichtdurchlässigen und flüssigkeitsundurchlässigen Träger;

   b) mindestens eine Reagensschicht mit mindestens einem Reagens, das mit einem in einer Plüssigkeits-

   , p. probe enthaltenen Bestandteil zu reagieren vermag.

   ID J

   und

   c} mindestens eine Entwicklungsschicht, die auf der Reagensschicht auf der dem Schichtträger gegenüberliegenden Seite angeordnet ist, um dem (zu analysierenden) Bestandteil in der Flüssigkeitsprobe den Zutritt zu der Reagensschicht zu ermöglichen,

   wobei mindestens eine der Reagensschichten aus polymeren teilchenförmigen Einheiten mit mehrschichtigem Kern/Hüllen-Aufbau mit einem hydrophoben und im wesentliehen in der Flüssigkeitsprobe nicht quellbaren Kern und einer hydrophilen Außenhülle gebildet ist.
2. 2. Analyseneinheit nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß sie eine durch wechselseitige Bindungen zwi-

   sehen den hydrophilen Außenhüllen der polymeren Einheiten gebundene Reagensschicht enthält und ferner Poren aufweist, die der Entwicklung einer Flüssigkeitsprobe in seitlicher Richtung erheblichen Widerstand

   entgegensetzen.
   35

   ft # * ·
3. 3. Änalyseneinheit nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß die polymeren teilchenförmigen Einheiten eine Größe von etwa 0,1 bis etwa 200,um aufweisen.
4. 4. Analyseneinheit nach Anspruch 3, dadurch gekennzeichnet, daß die polymeren teilchenförmigen Einheiten eine Größe von etwa 0,3 bis etwa 100,um aufweisen.
5. 5. Analyseneinheit nach Anspruch 2, dadurch gekennzeichnet, daß das Porenvolumen der Reagensschicht etwa 20 bis etwa 85 % beträgt.
6. 6. Analyseneinheit nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß die polymeren teilchenförmigen Einheiten zu etwa 0,05 bis etwa 90 Gew.-% aus der hydrophilen Außenhülle und zu etwa 10 bis etwa 99,95 Gew.-% aus dem hydrophoben Kern bestehen.
7. 7. Analyseneinheit nach Anspruch 1, dadurch gekennzeich-,20 net, daß die polymeren teilchenförmigen Einheiten zu etwa 0,5 bis etwa 25 Gew.-% aus der hydrophilen Außenhülle und zu etwa 75 bis etwa 99,5 Gew.-% aus dem hydrophoben Kern bestehen.
8. 8. Analyseneinheit nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß der hydrophobe Kern einen Quellungsgrad von unter etwa 20 % aufweist.
9. 9. Analyseneinheit nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß der Kern aus einem Polymerisat eines Styrols, Acrylats, Methacrylats, Acrylnitrils, Methacrylnitril, Vinylhalogenide, Vinylidenhalogenids, konjugierten Diens, vernetzenden Monomeren und/oder Monomeren mit nicht durch Radikalkettenpolymerisation polymerisierbaren funktioneilen Gruppen besteht.
10. 10. Analyseneinheit nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß die Hülle aus mindestens einem wasserlöslichen Polymerisat in Form einer Gelatinesorte, wasserlöslichen Cellulosesorte, Pullulan, wasserlöslichen Vinylpolymerisat oder Polymerisat aus mindestens einem wasserlöslichen Monomeren in Form eines Vinylsäureamids und/oder einer heterocyclischen Viny!verbindung besteht.