DE102018009596A1

DE102018009596A1 - Wirk- und/oder Farbstoffeinbringung in Pflanzengewebe

Info

Publication number: DE102018009596A1
Application number: DE102018009596.8A
Authority: DE
Inventors: Hans Korte; Peter Lüth
Original assignee: Korte Lueth I Gr GmbH
Current assignee: Korte Lueth I Gr GmbH
Priority date: 2018-12-11
Filing date: 2018-12-11
Publication date: 2020-06-18
Also published as: US20220132758A1; EP3893626A1; WO2020120561A1

Abstract

Die Erfindung betrifft ein mit einem biologisch wirksamen Wirkstoff beladenes Formstück aus einem porösen Werkstoff oder einer porösen Werkstoffkombination und ein Verfahren zur Behandlung von lebendem oder totem, verholztem oder nicht verholztem Pflanzengewebe mit Wirk- und/oder Farbstoffen, bei dem ein mit Wirk- und/oder Farbstoff beladenes Formstück aus einem porösen Material, wie z.B. Holz, direkt und ohne vorherige Perforation des Pflanzengewebes mittels eines Setzgerätes in einem Arbeitsgang in das Pflanzengewebe appliziert wird.

Description

Bei der Anwendung von Wirkstoffen in der Umwelt wird häufig ungenau appliziert, so dass Teile der eingesetzten Wirkstoffmengen, z.B. beim Einsatz des Sprühverfahrens, andere Pflanzen oder Pflanzenteile oder Nichtzielorganismen oder Boden und Gewässer kontaminieren, die nicht Ziel der Behandlung sind. Diese können dadurch geschädigt oder mit Stoffen kontaminiert werden, die entweder das natürliche biologische Gleichgewicht negativ beeinflussen oder in die Nahrungskette gelangen und letztlich auch vom Menschen aufgenommen werden können. Durch die ungenaue Anwendung von Wirkstoffen werden zudem wesentlich höhere Wirkstoffmengen angewendet als für den vorgesehenen Zweck tatsächlich erforderlich wären, was sowohl ökologische, als auch ökonomische Nachteile mit sich bringt.
Eine Aufgabe der Erfindung besteht daher darin, diesen Mangel einer herkömmlichen Wirkstoffapplikation zu beheben. Die Wirkstoffe sollen zielgenau in einer maximal erforderlichen Aufwandmenge appliziert werden, ohne dass eine Kontamination anderer Organismen oder Gegenstände mit dem anzuwendenden Wirkstoff auftritt.
Eine Aufgabe der Erfindung besteht daher darin, Wirk- oder Farbstoffe direkt in Zielorgansimen zu applizieren. Die Wirk- und/oder Farbstoffe können synthetischer oder natürlicher Herkunft sein. Zu den Wirkstoffen werden auch Organismen gezählt, die umgehend oder zu einem späteren Zeitpunkt im Zielorganismus eine Wirkung entfalten. Zu solchen Wirkstoffen gehören z.B. Mikroorganismen oder ihre „Organe“, wie zum Beispiel Pilzsporen, Pilzkonidien, Chlamydosporen, Sklerotien, Segmente von Pilzhyphen, Bakterienzellen oder Viren. Dabei soll die Wirkung in Zielorganismen, wie z.B. Pflanzen mit verholzten oder nicht verholzten (z.B. Papaya) Stämmen, Ästen und Wurzeln oder Pflanzen mit Pseudostämmen (z.B. Banane), verholzten oder nicht verholzten Blütenständen oder verdickten Planzenteilen, wie sie bei Kakteen oder Agaven zu finden sind, erfolgen.
Aus der Patentliteratur sind verschiedene Lösungen bekannt, wie eine gezielte Applikation von chemisch-synthetischen Wirkstoffen an einen Zielort bewerkstelligt werden kann. So werden Methoden vorgeschlagen, bei denen die Wirkstoffe in dafür eigens in Baumstämme gebohrte Löcher eingebracht werden ( US 3,971,159 , US 6,216,388 B1 , US 3,367,065 ). Das Patent US 3,137,388 schlägt vor, herkömmliche Nägel mit einem Herbizid zu beschichten, um diese für die Bekämpfung von Gehölzen zu verwenden. Die Verwendung eines Nagelsetzgerätes ist allerdings nicht vorgesehen. Die beschriebenen Verfahren mögen für chemisch-synthetische Wirkstoffe geeignet sein, sind aber relativ aufwendig und würden, falls sie auch für biologische, insbesondere mikrobiologische Wirkstoffe, angewandt werden sollten, eine frische Suspension lebender Mikroorganismen verlangen, was unter kommerziellen Bedingungen aufgrund der geringen Lagerstabilität solcher Suspensionen erhebliche Schwierigkeiten verursacht.
Eine andere Methode der Einbringung chemisch-synthetischer Wirkstoffe in Bäume ist in US 5,914,295 und DE 4432127 A1 beschrieben. Hier wird der Wirkstoff schon im Herstellungsprozess in ein vornehmlich aus Polymerkomponenten bestehendes Formstück eingearbeitet. Dabei kommt ein Extrusionsverfahren zur Anwendung. Biologische Wirkstoffe aber, insbesondere mikrobiologische Wirkstoffe, würden einen solchen Prozess aufgrund der Hitze- und Druckentwicklung bei der Formgebung der thermoplastischen Polymerkomponenten nicht überstehen.
Eine andere Methode der Einbringung von Wirkstoffen in Pflanzen ist das Injektionsverfahren, wie es für die Anwendung von Nematiziden für Bananen vorgeschlagen wird (Araya, M., 2004: Injection of Vydate® and Nemacur® into the banana (Musa AAA) follower sucker pseudostem for nematode control. CORBANA 2004, Vol. 30 (57): 59-75). Die Injektion erfolgt in das Gewebe des Pseudostamms von Bananen, was aufgrund der Beschaffenheit des Pflanzengewebes relativ leicht ist.
Dies sieht anders aus, wenn die Injektion in den Stamm von (verholzten) Bäumen erfolgt. Zu diesem Zweck wurde eine Methode entwickelt, mit der ein biologischer Wirkstoffe appliziert werden kann. Das Produkt Dutch Trig, das vorbeugend gegen die „Dutch Elm Disease“ (Ulmensterben) eingesetzt wird (Scheffer R.J., Voeten J. und Guries R.P., 2008: Biological control of Dutch elm disease. Plant Disease, Vol. 92:192-200.), wird mit Hilfe eines Injektionsverfahrens in die Stämme von Ulmen injiziert. Bei dem Verfahren werden Konidien des Pilzes Verticillium albo-atrum als Konidiensuspension in das Splintholz der Ulme eingebracht, was mit einem erheblichen Kraftaufwand des durchführenden Menschen verbunden ist. Zudem wird mit einer frisch produzierten Konidiensuspension gearbeitet, was erhebliche, vor allem logistische Nachteile mit sich bringt. Sollte es möglich sein, die Konidien von Verticillium albo-atrum einer Formulierung zuzuführen, so müsste diese vor ihrer Anwendung aufwendig portioniert und in eine wässerige Suspension überführt werden, bevor der Injektor befüllt werden kann.
In DE 10 2016 007 093 A1 wird ein Verfahren zur Holzbehandlung mittels eines Kavitäten aufweisenden zylindrischen Hohlkörpers ausgeführt. Die Kavitäten, in welche Wirksubstanzen aufgenommen werden können, sind mit einem innenliegenden Stempel verbunden. Der zylindrische Hohlkörper wird wie ein Nagel in Holz geschlagen. Zum Freigeben der Wirksubstanzen wird der innenliegende Stempel in einem zweiten Arbeitsschritt mittels eines dazu passenden Senkstifts in das Innere des Zylinders gedrückt, wobei sich an der Vorderseite und/oder seitlich des Hohlkörpers die Kavitäten öffnen und Wirkstoff in die Umgebung freigesetzt wird. Die Freisetzung des Wirkstoffs erfolgt also durch einen separaten Arbeitsschritt und die Beladung der Kavitäten, z.B. mit Konidiensuspension trifft auf die gleichen Schwierigkeiten wie das Injektionsverfahren. Gleiches würde für die Formulierungen anderer biologischer Wirkstoffe und andere Anwendungsfälle für das Injektions- und „zylindrische Hohlkörperverfahren“ gelten.
Ausgangspunkt der Erfindung ist der überraschende Befund, dass die Einbringung von lebenden Mikroorganismen oder ihren Organen in poröse Strukturen eine lange Haltbarkeit im Sinne der Erhaltung ihrer biologischen Aktivität gewährleistet und die genutzten Materialien in eine Form gebracht werden können, die geeignet ist die Wirk- und/oder Farbstoffe an ihren Wirkungsort zu applizieren.
Erfindungsgemäß wird ein mit Wirk- und/oder Farbstoff beladenes Formstück aus einem porösen Material, wie z.B. Holz, direkt und ohne vorherige Perforation des Pflanzengewebes mittels eines Setzgerätes in einem Arbeitsgang in das Pflanzengewebe appliziert, in welchem sich der Wirk- und/oder Farbstoff dann ausbreiten kann. Die Applikation durch Formstücke in die Zielorgansimen schließt eine etwaige Kontamination von Nichtzielorganismen aus.
Aufgrund der gezielten Anwendung können auch andere, potentiell toxische Wirkstoffe, z.B. bestimmte Pflanzenextrakte, verwendet werden, die aufgrund ihrer hohen Toxizität gegenüber Nichtzielorganismen, wie z.B. Fischen, ansonsten nicht anwendbar wären.
In einer weiteren Ausführungsform der Erfindung werden die Formstücke zur Applikation mit mikrobiologischen Wirkstoffen gleichzeitig mit ihrer „Befüllung“ mit dem Wirkstoff auch mit einem Nährsubstrat für die Mikroorganismen versehen. Nach der Applikation in lebendes Pflanzengewebe, können sich die Mikroorganismen an diesem Nährsubstrat entwickeln, wodurch die Wirkung verstärkt wird.
In einer weiteren Ausführungsform werden Bäume oder baumartige Gewächse effizient mit endophytischen Mikroorganismen inokuliert.
In einer weiteren Ausführungsform der Erfindung wird totes Holz mit Mikroorganismen
inokuliert, um dieses entweder vor Fäule- oder Schaderregern zu schützen oder um an ihm die Fruchtkörper von Pilzen zu produzieren.
Schließlich bietet die Erfindung eine effiziente Methode, das Holz von lebenden Bäumen anzufärben, um diese vor einem illegalen Einschlag zu schützen.
Die Erfindung wird gemäß dem Hauptanspruch 1 und den Unteransprüchen 2 bis 12 realisiert. Die Erfindung wird im Folgenden im Detail beschrieben.
Die Erfindung betrifft ein mit einem biologisch wirksamen Wirkstoff beladenes Formstück.
Das Formstück besteht aus einem porösen Werkstoff oder einer porösen Werkstoffkombination.
Die Formstücke bestehen aus einem Werkstoff oder Werkstoffkombination mit Poren, deren Durchmesser bevorzugt kleiner 500 µm sind, ohne andere Porendurchmesser auszuschließen, welche aufgrund ihrer Struktur besonders geeignet sind, besagte Wirk- und/oder Farbstoffe in sich, insbesondere in den Poren aufzunehmen. Die Poren können im Werkstoff natürlich vorhanden sein, wie z.B. in Holz, in Schäumen, in Sintermaterialien etc. oder sie werden künstlich in den Werkstoff oder das Formstück eingebracht, z.B. durch Bohren, Stanzen, Strahlschneiden, z.B. mittels Laserstrahl, Wasserstrahl etc. Poren können auch durch die Strukturierung von Oberflächen und Verklebung zweier Oberflächen unter Erhaltung der Vertiefungen erzeugt werden. Die Poren können jeweils in eine der drei Richtungen (x, y, z) (2), in zwei kombinierten Richtungen, in alle drei Raumrichtungen oder in beliebigen Winkeln dazu in das Formstück eingebracht werden bzw. natürlicherweise darin vorhanden sein. Anstelle von Poren oder zu den Poren ergänzend, können die Oberflächen der Formstücke mit Vertiefungen, z.B. mit Rillen, längs oder quer zur z-Richtung versehen werden (3).
Die Formstücke sind in den 1 bis 3 schematisch dargestellt.
1 zeigt in den Teilabbildungen a1 bis e1 verschiedene Ausformungen jeweils in der Vorder-, der Seiten- und der Aufsicht. Die Teilabbildungen a2 bis e2 zeigen die Formstücke in perspektivischer Darstellung. Die Teilabbildungen a1 und a2 zeigen einen einseitig angespitzten runden Stift, die Teilabbildung b1 und b2 einen einseitig angeschärften Stift mit quadratischem Querschnitt. Teilabbildungen c1 und c2 zeigen ein flaches, keilförmiges, längliches Formstück mit angeschärften Front- und Seitenbereichen. Teilabbildungen d1 und d2 zeigen einen flaches prismatisch plättchenförmiges Formstück, das an allen Seiten angeschärft ist, genauso wie Teilabbildungen e1 und e2, welche ein flaches, ovales rundum angeschärftes Formstück zeigen.
2 zeigt in Teilabbildung a ein flaches, längliches, einseitig angeschärftes Formstück, welches Löcher aufweist, die senkrecht zur Längsachse und parallel zur Dicke durch das Formstück verlaufen. Teilabbildung b zeigt Lochreihen, die parallel zur Breite durch das Formstück führen und c zeigt Löcher die in Längsrichtung verlaufen.
3 zeigt in Teilabbildung a ein flaches, längliches, einseitig angeschärftes Formstück, welches an der Oberfläche Rillen aufweist, die parallel zur Längsachse verlaufen, während die Rillen in Teilabbildung b quer zur Längsachse verlaufen.
Die Formstücke weisen entweder eine stift- oder eine plättchenförmige Struktur auf. Stiftförmige Formstücke weisen einen runden, ovalen, augenförmig oder mehreckigen Querschnitt auf, laufen einseitig spitz zu und weisen in der, durch die Spitze verlaufende Achse, ihre längste Ausdehnung auf (1 a, b, c). Formstücke werden in Kopf (1), Schaft (2) und Spitze (3) unterteilt.
Plättchenförmige Formstücke laufen an mindestens einer Seite scharfkantig zu. Die Dicke (1, h) der Plättchen ist geringer als ihre Länge (1) und Breite (b). Der Umriss des Formstücks in Länge und Breite kann symmetrische oder nicht symmetrische Formen aufweisen, von denen die symmetrischen z.B. rechteckig, vieleckig, spindelförmig, oval oder rund ausgebildet sein können.
Der Kopf (1) kann entweder senkrecht zur Längsachse (z-Richtung) ausgebildet sein (1a - 1c, 2 - 3) oder einen von 90° abweichenden Winkel aufweisen (1d). Ein senkrecht zur Längsachse ausgerichteter Kopf ist einfach herzustellen und kann in einfacher Weise von einem Werkzeug mit einer senkrecht zur Vortriebsrichtung ausgebildeten Fläche in z-Richtung in einen Wirkort (Pflanze oder Pflanzenmaterial) eingetrieben werden. Ist der Kopf nicht senkrecht zur z-Richtung ausgebildet, so wird die Werkzeugfläche, welche das Formstück in den Wirkort appliziert, der Form des Formstücks als Negativform angepasst. Formstücke werden mittels Antriebstechnik in die Pflanzen oder das Pflanzenmaterial eingeführt. Das Einführen kann z.B. handwerklich durch Hämmern oder maschinell mit Setzgeräten, z.B. durch Schießen (mit Druckluft oder gas- oder pulverförmigen Sprengladungen), Drücken, Rütteln oder Vibrieren erfolgen.
Formstücke werden entweder einzeln den Setzapparaten oder in magazinierter Form, mit mindestens 2 Formstücken je Magazin, zugeführt. Eine praktische Obergrenze liegt bei einigen Tausend Formstücken je Magazin.
Bei Verwendung eines Setzgerätes zur Applikation des Wirkstoffes über ein Formstück ergibt sich gegenüber oben genannten Injektionsverfahren der Vorteil eines wesentlich geringeren Aufwandes. So ist z.B. das Bohren von Löchern bei der Applikation eines Wirkstoffes in einen Baumstamm nicht erforderlich. Außerdem konnte gezeigt werden, dass als Wirkstoff verwendetet gramnegative Bakterien, nachdem sie in ein Formstück eingebracht wurden, überraschender Weise eine deutlich höhere Lagerstabilität aufweisen als in anderen Formulierungen, wie z.B. Suspensionen.
Die Beladung der Formstücke kann drucklos, z.B. durch Tauchen der Formstücke in Wirk- und/oder Farbstofflösungen, -suspensionen, -emulsionen oder -dispersionen erfolgen. Vorteilhaft ist es, wenn die Poren eine Kapillarwirkung entfalten und die Wirk- und/oder Farbstoffe durch Kapillarkräfte aufgesaugt werden. Um die Wirk- und/Farbstoffaufnahme zu erhöhen, können die Formstücke aus durch Pressen künstlich verdichtetem Holz bestehen, das beim Tauchen aufquillt und mit dem dabei im Inneren entstehenden Unterdruck mehr Wirk- und/oder Farbstoff aufsaugt, als dies bei unverdichteten Formstücken der Fall ist. Eine Erhöhung der Wirk- und/oder Farbstoffaufnahme wird ebenfalls durch Über- und/oder Unterdruckimprägnierung erreicht, wobei in der Praxis Drücke von 0,05 bis 15 bar zum Einsatz kommen, womit niedrigere oder höhere Drücke nicht ausgeschlossen sein sollen.
Als Wirkstoffe werden solche eingesetzt, die eine fungizide, insektizide, bakterizide, moluskizide, akarizide, rodentizide, herbizide, verbrämende oder wachstumsfördernde Wirkung haben. Darüber hinaus werden Mikroorganismen eingesetzt, die als Inokulum für die Produktion von Fruchtkörpern von Pilzen oder für die Produktion interessanter Stoffwechselprodukte in Bäumen dienen. Andere biologische Wirkstoffe fördern das Pflanzenwachstums. Sie wirken als Düngemittel, Pflanzenhormone, mikrobielle Symbionten oder Nährstoff-mobilisierende Mikroorganismen. Wieder andere Wirkstoffe wirken als Antibiotika. Die Formstücke können auch mit Farbstoffen „beladen“ werden, die dazu dienen, lebendes Gewebe, wie z.B. Holz, anzufärben.
Die Einbringung von gramnegativen Bakterien, wie z.B. Pseudomonas spp., Stenotrophomonas spp. oder Serratia spp. als biologische Wirkstoffe in hölzerne Formstücke sowie die anschließende schonende Trocknung und Verpackung in luftdicht abgeschlossenen Gefäßen führt zu einer sehr guten Überlebensrate, die bei anderen möglichen Formulierungen von gramnegativen Bakterien, z.B. als Suspension, Pulver oder Granulat, nicht gegeben ist. Mikroorganismen können auf verschiedene Art und Weise in das Formstück eingebracht werden. So ist es möglich, Formstücke, wie z.B. Holzstifte, mit einem Kultursubstrat, wie zum Beispiel Malz-Pepton-Brühe, zu tränken, zu sterilisieren und einen Pilz oder ein Bakterium daran zu kultivieren und anschließend zu trocken. Der Pilz oder das Bakterium dringen während des Kulturprozesses in die Poren des Materials ein und bilden dort spätestens während des Trocknungsprozesses „Organe“, wie Stromata, Sklerotien, Chlamydosporen, Sporen, Endosporen, widerstandsfähige Zellen oder Konidien, mit denen sie über längere Zeit im Material lebensfähig überdauern können.
Eine andere Möglichkeit der Einbringung von Mikroorganismen in das Material des Formstücks, die auch bei Farbstoffen Anwendung finden kann, besteht in der Vakuuminfiltration. Dabei werden die Formstücke in eine Mikroorganismensuspension oder eine Farblösung gelegt. Die Mikroorganismensuspension kann pilzliche „Organe“ wie Sporen, Konidien, Blastosporen, Chlamydosporen, Mikrosklerotien oder Hyphensegmente entweder in reiner Form oder in Mischung enthalten. Eine entsprechende Suspension von Bakterien oder Hefen kann Zellen oder Endosporen enthalten. Eine Virensuspension enthält Viren, Bakteriophagen oder Bestandteile von Viren wie Polyeder oder Vironen. Die Mikroorganismen oder ihre Organe liegen dabei entweder gereinigt oder noch in Mischung mit einem Substrat, wie z.B. Reste von Kultursubstrat, Reste von Pflanzenmaterial oder Hämolymphe (bei Insektenviren) vor. An das Gefäß, in dem sich die Flüssigkeiten mit den Formstücken befindet und das als Vakuumgefäß ausgelegt ist, wird ein Vakuum bis ca. 0,05 bar angelegt. Daraufhin wird die noch in den Poren vorhandene Luft evakuiert und die Poren mit der Mikroorganismensuspension oder Farblösungen gefüllt.
Die Möglichkeit der Vakuuminfiltration kann auch für pflanzliche Wirkstoffe wie etwa Azadirachtin, Nikotin, Quassin, Rotenon oder Pyrethrin, die entweder als gereinigter oder ungereinigter Pflanzenextrakt vorliegen, genutzt werden.
Die Formstücke können entweder in magazinierter Form mit Wirk- und/oder Farbstoffen oder in nicht magazinierter Form beladen werden. In letzterem Fall können die Formstücke, nach Einbringung der Wirkstoffe sowie gegebenenfalls einer darauffolgenden Trocknung anschließend magaziniert werden.
Folgende Anwendungsfelder werden besonders hervorgehoben.
Die Bekämpfung von Pflanzenkrankheiten oder Pflanzenschädlingen
Bekämpfung des Welkeerregers Verticillium dahliae an Olivenbäumen (Olea europea)
Der Welkeerreger Verticillium dahliae führt weltweit zu hohen Ertragsverlusten in der Olivenproduktion. V. dahliae vermehrt sich im Gefäßsystem der Bäume und führt zu Mindererträgen und in schweren Fällen letztlich zum Absterben der Bäume. Es gibt kaum kommerzielle Methoden, die Verticillium-Welke zu bekämpfen. Durch Endophyten wie z.B. Pseudomonas fluorescens, die sich symbiontisch in Olivenbäumen entwickeln, kann die Welke jedoch gehemmt werden (Prieto P., Navarro-Raya C., Valverde-Corredor A., Amyotte S.G., Dobison K. F. und Mercado-Blanco J., 2009: Colonization process of olive tissues by Verticillium dahlia and its in planta interaction with the biocontrol root endophyte Pseudomonas fluorescens PICF7. Microb Biotechnol., Vol. 2 (4): 499 - 511). Da gerade Pseudomonas spp. in hölzernen Formstücken sehr gut überdauern kann, wird vorgeschlagen, die erfindungsgemäßen Formstücke mit diesem Bakterium (z.B. mit dem Stamm P. fluorescens PICF7) zu behandeln und an der Stammbasis in erforderlicher Anzahl (abhängig vom Umfang der Bäume) in die Bäume zu applizieren. Diese Behandlung kann sowohl eine kurative als auch eine protektive Wirkung haben.
Endophytisch lebende Mikroorganismen (Pilze und Bakterien) können auch zur Bekämpfung der Anthraknoseerregers Colletotrichum acutatum und C. gloeosporioides an Olivenbäumen eingesetzt werden.
Bekämpfung von Armillaria spp.
Der Pilz Armillaria spp. befällt zahlreiche Kultur- oder Forstbäume. Dazu gehören Avocado, Citrus, Eiche, Kaffee, Kiefer, Kiwi, Mandel, Pfirsich, Tee und Wein, die einen hohen wirtschaftlichen Wert haben können. Er wächst unter der Rinde im Bereich des Stammansatzes. Zur Bekämpfung kann der Pilz Trichderma spp. eingesetzt werden. So fanden SAVAZZINI et al. (Savazzini F., Oliveira-Longa C.M. und Pertot I., 2009: Impact of the biocontrol agent Trichoderma atroviride SC1 on microbial soil communities of a vineyard. IOBC Bulletin, Vol. 43: 363 - 367), dass der Trichoderma-Stamm T. atroviride SC1 in der Lage ist, den Krankheitserreger zu bekämpfen. Andere mögliche Trichoderma-Stämme, die genau wie SC1 bereits in kommerziellen biologischen Pflanzenschutzmitteln genutzt werden, sind die Stämme T. harzianum T22 und T. harzianum T39. Es wird daher vorgeschlagen, mit einem wirksamen Trichoderma-Stamm behandelte Formstücke zur Bekämpfung von Armillaria spp. zu nutzen. Eine erforderliche Anzahl von Formstücken wird dazu in einem Abstand von einigen Zentimetern in die Stammbasis befallener oder von Befall bedrohter Bäume appliziert. Bei befallenen Bäumen bietet sich an, die erfindungsgemäßen Formstücke insbesondere in die Austrittsstellen der Fruchtkörper des Schadpilzes zu applizieren.
Bekämpfung des Welkeerregers Ralstonia solanacearum an Bananenpflanzen
Gemäß einer Arbeit von FUJIWARA et al. (Fujiwara A., Fujisawa M, Hamasaki R., Kawasaki T., Fujie M., und Yamada T., 2011: Biocontrol of Ralstonia solanacearum by Treatment with Lytic Bacteriophages. Appl. Environ Microbiol., Vol. 77(12): 4155 - 4162.) kann R. solanacearum erfolgreich durch den Einsatz von Bakteriophagen bekämpft werden. Dabei zeigte insbesondere der Stamm φRSL1 eine gute Wirkung. Bakteriophagen, nämlich die Stämme φRSSKD1, φRSSKD2 wurden auch bereits erfolgreich von R. solanacearum an Bananenpflanzen isoliert (Addy H.S., Azizi N.F. und Mihardjo P.A., 2016: Detection of Bacterial Wilt Pathogen and Isolation of its Bacteriophage from Banana in Lumajang Area, Indonesia. International Journal of Agronomy, Vol. 2016, Article ID 5164846, 7 pages). ÄLVAREZ et al. (Alvarez B. und Biosca E.G., 2017: Bacteriophage-Based Bacterial Wilt Biocontrol for an Environmentally Sustainable Agriculture. Front Plant Sci., Vol. 8: 1218) berichten ebenfalls über den erfolgreichen Einsatz von Bakteriophagen zur Bekämpfung von R. solanacearum an Bananen. Es wird daher vorgeschlagen, mit einem wirksamen Bakteriophagen behandelte Formstücke zur Bekämpfung des Welkeerregers R. solancearum an Bananen zu nuten. Dabei sollen die erfindungsgemäßen Formstücke in der Nähe der Basis in den Pseudostamm oder in das Rhizom „geschossen“ werden.
Eine andere Möglichkeit der Bekämpfung von R. solanacearum an Bananenpflanzen besteht im Einsatz apathogener Stämme von Ralstonia spp. Aber auch Stämme der Gattung Mitsuaria können eingesetzt werden (Marian M., 2018: Novel Isolates of Ralstonia and Mitsuaria species as biocontrol agents for controlling tomato bacterial wilt. XV Meeting of the IOBC Woking Group „Biological and integrated control of plant pathogens", Biocontrol products: from lab testing to product development. 23. - 26. April 2018, Lleida). Es wird daher vorgeschlagen, Bananenpflanzen mit erfindungsgemäßen Formstücken die mit apathogenen Ralstonia- oder bestimmten Stämmen anderer apathogener Gattungen angereichert sind, zu behandeln. Dabei sollen die erfindungsgemäßen Formstücke in der Nähe der Basis in den Pseudostamm oder in das Rhizom eingebracht werden.
Andere apathogene Stämme der Bakteriengattungen Bacillus, Burkholderia, Curtabacterium, Methylobacterium, Paenibacillus, Pasteurella, Pasteuria, Phyllobacterium, Pseudomonas, Seratia, Stenotrophomonas oder Streptomyces könnten mit Hilfe der erfindungsgemäßen Formstücke in nicht verholzte Pflanzenteile anderer Nahrungs- oder Nutzpflanzen appliziert werden, um diese vor einem Befall mit Krankheits- und/oder Schaderregern zu schützen oder von diesen zu kurieren.
Bekämpfung des Welkeerregers Fusarium oxysporum an Bananenpflanzen
Der Welkeerreger Fusarium oxysporum f. sp. cubense verursacht weltweit hohe Ertragsverlust in der Bananenproduktion. Die Krankheit, die auch als „Panama Disease“ bezeichnet wird, ist mit herkömmlichen chemisch-synthetischen Fungiziden nicht zu bekämpfen. Es ist aber bekannt, dass apathogene F. - oxysporum-Stämme, wenn diese die Pflanze bereits endophytisch besiedelt haben, bevor sie mit dem Pathogen infiziert wird, einen Ausbruch der Krankheit verhindern können (Fuchs J.-G., Moönne-Loccoz Y. und Defago G, 1997.: Nonpathogenic Fusarium oxysporum Strain Fo47 Induces Resistance to Fusarium Wilt in Tomato. Plant Disease, Volume 81 (5): 492-496).
Schutz von Nadelbäumen gegen den Befall mit Heterobasidion annosum
Die Infektion von Nadelbäumen durch dem Krankheitserreger Heterobasidion annosum erfolgt ursprünglich an den Schnittflächen der Stubben gefällter Bäume. Von hier dringt der Schadpilz in die Wurzeln der Bäume vor, von wo aus er unterirdisch auch die Wurzeln gesunder noch nicht gefällter Bäume befällt. Die ursprüngliche Infektion kann nun dadurch verhindert werden, dass die Schnittfläche der Stubben gefällter Bäume mit dem Pilz Phlebiopsis gigantea behandelt wird. Dieser besiedelt das Holz und stellt eine Wirksame Konkurrenz für H. annosum dar, so dass der Schadpilz den Stubben und davon ausgehend das Wurzelsystem des bereits geernteten Baumes nicht mehr befallen kann. Das beschriebene System wird bereits vor allem in Skandinavien erfolgreich mit Hilfe von flüssigen oder pastösen Aufbereitungen des Pilzes P. gigantea angewandt. Nachteil der herkömmlichen Anwendung ist die geringe Lagerstabilität der vorhandenen Formulierungen. Außerdem können die verwendeten Flüssigkeiten oder Pasten durch natürlichen Niederschläge von den behandelten Schnittstellen abgewaschen werden oder bei hohen Temperaturen sehr schnell austrocknen, wodurch die gewünschte Wirkung ausbleibt. Es wird daher vorgeschlagen, P. gigantea in die erfindungsgemäßen Formstücke einzubringen und in die Schnittflächen der Baumstubben mittels Setzgerät zu applizieren.
Bekämpfung der Amerikanischen Traubenkirsche (Prunus serotina) mit dem Pilz Chondrostereum purpureum
Das Problem besteht darin, dass die in den Wäldern als „Unholz“ auftretende Amerikanische Traubenkirsche und andere Gehölze nur sehr schwer bekämpft werden können. Ein mechanisches Entfernen der Triebe mittels Säge oder Zange führt in aller Regel dazu, dass mehr Triebe wieder austreiben, als entfernt wurden, so dass diese aufwendige Maßnahme nicht nachhaltig ist und regelmäßig wiederholt werden muss. Es sind Produkte bekannt, in denen der Pilz Chondrostereum purpureum als Wirkstoff zur Bekämpfung solcher Gehölze, vornehmlich der Amerikanischen Traubenkirsche vorliegt. Solche Produkte sind zum Beispiel die Präparate Biochon, MycoTech Paste und Chontrol Peat Paste (Lygis V., Bakys R., Burokiene D. und Vasiliauskaite I., 2012: Chondrostereum purpureum-based Control of Stump Sprouting of Seven Hardwood Species in Lithuania. Baltic Forestry, Vol 18 (1): 41 - 55). Die zumeist als Myzelsuspension oder -paste vorliegenden Produkte werden nach dem mechanischen Entfernen der Triebe auf die Schnittflächen aufgetragen, wo der Pilz sich entwickelt, in die Pflanze eindringt und sie letztlich zum Absterben bringt. Neben einer sehr schlechten Lagerstabilität der zumeist als Myzelsuspension oder Myzelpaste formulierten Produkte sind bei diesem Verfahren die gleichen Nachteile zu beobachten, wie in der zuvor beschriebenen Anwendung. Die verwendeten Flüssigkeiten oder Pasten können von den natürlichen Niederschlägen abgewaschen werden oder bei zu geringen natürlichen Niederschlägen austrocknen, so dass der Pilz nicht in der Lage ist, in das Holz einzudringen. Es wird daher vorgeschlagen, geeignete Isolate des Pilzes Chondrostereum purpureum, wie z.B. Isolate aus den bereits vorhandenen kommerziellen Produkten in die erfindungsgemäßen Formstücke einzubringen und diese in die Schnittflächen der entfernten Stämme und/oder Triebe oder unmittelbar in die nicht entfernten Stämme und/oder Triebe mittels Setzgerät zu applizieren.
Bekämpfung von Ganoderma boninense an Ölpalmen (Elaeis guineensis)
Der Pilz Ganoderma boninense kann eine Fäule, auch „basal stem rot“ genannt, an der Basis der Stämme von Ölpalmen hervorrufen. Diese führt letztlich zum Verlust der befallenen Palmen und dadurch zu hohen Ertragsverlusten. Der Einsatz von pilzlichen (Yurnaliza N., Aryantha I.N.P., Esyanti R.R., Susanto A., 2014: Antagonistic Activity Assessment of Fungal Endophytes from Oil Palm Tissues Against Ganoderma boninense Pat. Plant Pathology Journal, Vol. 13 (4): 257 - 267) oder bakteriellen (Sapak Z., Meon S., und Ahmad Z. A. M., 2008: Effect of Endophytic Bacteria on Groth and Suppression of Ganoderma Infection in Oil Palm. International Journal of Agriculture & Biology 10 (2): 127 - 132) Endophyten kann den Befall der Palmen und die Ausbreitung der Fäule in den Plamen verringern. Als, pilzliche Endophyten werden insbesondere Arten der Gattung Trichoderma genannt. So zeigte der Stamm Trichoderma harzianum FA1132 z.B. eine sehr gute Wirkung gegen G. boninense (Naher L., Tan S.G., Yusuf U.K., Ho C.-L. und Abdullah F., 2012: Biocontrol Agent Trichoderma harzianum Strain FA 1132 as An Enhancer of Oil Palm Growth. Pertinica J. Trop. Agric. Sci., Vol. 35 (1): 173 - 182). Gemäß einer Arbeit von NAIDU et al. (Naidu Y., Idris A.S., Madihah A.Z. und Kamarudin N., 2016: In vitro Antagonistic Interactions Between Endophytic Basidiomycetes of Oil Palm (Elaeis guineensis) and Ganoderma boninense. Journal of Photopathology, Vol. 164 (10): 779 - 790) kann G. boninense aber auch mit endophytisch lebende Basidiomyzeten bekämpft werden. Als bakterielle Endophyten werden insbesondere Arten der Gattungen Burkholderia, Pseudomonas und Seratia genannt. Es wird daher vorgeschlagen, die erfindungsgemäßen Formstücke mit einem wirksamen mikrobiellen Endophyten zu behandeln und zur Bekämpfung von Ganodema boninense an Ölpalmen zu nutzen. Eine erforderliche Anzahl von erfindungsgemäßen Formstücken wird dazu in einem zu bestimmenden Abstand in die Stammbasis befallener oder von Befall bedrohter Palmen gesetzt. Bei bereits befallenen Palmen bietet sich an, die erfindungsgemäßen Formstücke insbesondere in die Austrittsstellen der Fruchtkörper des Schadpilzes zu applizieren.
Bekämpfung des Kiefernholznematoden Bursaphelenchus xylophilus an Kiefern (Pinus spp.)
Der Kiefernholznematode (Bursaphelenchus xylophilus), der die Kiefernwelke verursacht, gefährdet große Kiefernwaldareale in den USA, Kanada, Mexiko, Japan, China, Taiwan, Korea und Portugal. Er wird in Europa als Quarantäneschädling behandelt. Es wurde nachgewiesen, dass der Pilz Esteya vermicola (Stamm CNU 120806) mit gutem Erfolg zur Bekämpfung des Kiefernholznematoden eingesetzt werden kann (Wang Z., Zhang Y., Wang C., Wang Y und Sung C., 2017: Esteya vermicola Controls the Pinewood Nematode Bursaphelenchus xylophilus, in Pine Seedlings. J Nemotol., Vol. 49 (1): 86 - 91). Es wird daher vorgeschlagen, die erfindungsgemäßen Formstücke mit Esteya vermicola, bevorzugt mit dem Stamm CNU 120806, zu behandeln und die so behandelten Formstücke für die Bekämpfung des Kiefernholznematoden zu verwenden. Dabei kann die Bekämpfung sowohl kurativ als auch protektiv erfolgen. Andere zu verwendende Mikroorganismen sind z.B. die Deuteromyzeten Purpureocillium lilacinum (hier insbesondere der Stamm PL251) oder Pochonia chlamydosporia.
Andere mögliche Einsatzgebiete
Bei Vorhandensein geeigneter Mikroorganismen, welche eine antagonistische oder resistenzinduzierenden Wirkung gegenüber den zu bekämpfenden Krankheits- oder Schaderregern aufweisen, ließen sich die erfindungsgemäßen Formstücke z.B. auch gegen die Kastanienminiermotte (Cameraria ohridella) an Rosskastanien, die Gespinstmotte (verschiedene Arten) an Obst- und Ziergehölzen, den Eichenprozessionsspinner (Thaumetopoea processionea) an Eichen, den Bergkiefernkäfer (Dendroctonus ponderosae) an verschiedenen Kiefernarten sowie andere Borkenkäfer oder den Esskastanien-Rindenkrebs, verursacht durch den Pilz Cryphonectria parasitica, einsetzen.
Die erfindungsgemäßen Formstücke können unter Voraussetzung des Vorhandenseins von geeigneten Wirkstoffen oder antagonistischen Mikroorganismen auch zur Bekämpfung von Fusarium oxysporum an Agaven z.B. unter Verwendung von apathogenen F. -oxysporum-Stämmen oder zur Bekämpfung der Vergrünungskrankheit an Citrusbäumen, verursacht durch Candidatus Liberibacter spp., z.B. durch apathogene, endophytisch lebende Bakterienstämme der Familien Burkholderiaceae, Micromonosporaceae, and Xanthomonadaceae (Blaustein R.A., Lorca G.L.; Meyer J.L., Gonzalez C.F. und Teplitzki M., 2017: Defining the Core Citrus Leaf- and Root-Associated Microbiota: Factors Associated with Community Structure and Implication for Managing Huanglongbing (Citrus Greening) Disease. Appl. Environ Microbiol., Vol. 83 (11) 10 - 17: e002 10 - 17) angewendet werden. Schließlich ist eine Anwendung der erfindungsgemäßen Formstücke auch bei Holzbuhnen zur Bekämpfung der Schiffsbohrmuschel (Teredo navalis) denkbar.
Neben den bereits genannten Mikroorganismen könnten die erfindungsgemäßen Formstücke auch mit dem Pilz Muscodor albus (z.B. Stamm MBI-601), „beladen“ werden. Der Pilz produziert gasförmige Stoffwechselprodukte, die gegenüber bestimmten Schad- und Krankheitserregern toxisch wirken. So, ließe sich z.B. eine Anwendung zur Bekämpfung des Kiefernholznematoden Bursaphelenchus xylophilus (siehe oben) vorstellen.
Produktion der Fruchtkörper von Speisepilzen oder pharmazeutisch genutzten Pilzen and totem Holz
Eine weitere Möglichkeit, die erfindungsgemäßen Formstücke anzuwenden, ist ihr Einsatz als Inokulum für die Produktion von Pilzfruchtkörpern, die als Speisepilze genutzt werden, wie z.B. Austernseitling oder Shiitake, oder für die Produktion der Fruchtkörper von sogenannten Heilpilzen, wie z.B. Ganoderma lucidum oder Trametes versicolor, aus denen pharmazeutisch wirksame Stoffe gewonnen werden könnten.
Produktion von pharmazeutisch oder anderweitig interessanten Stoffwechselprodukten durch endophytische Pilze in Bäumen oder baumartigen Gewächsen
Es gibt zahlreiche endophytisch lebende Mikroorganismen (insbesondere Pilze) die in Bäumen oder baumartigen Gewächsen leben und dort interessante pharmazeutisch wirksame Stoffwechselprodukte, die z.B. zur Krebstherapie eingesetzt werden können, produzieren. KARAWAR et al. (Kararwar R.N., Mishra A., Gond S.K., Stierle A. and Stierle D., 2011: Anticancer compounds derived from fungal endophytes: their importance and future challenges. Natural Product Reports 28 (7): 1208 - 1228) geben einen umfangreichen Überblick über die genutzten Pilze. Bekannt ist zum Beispiel die Gewinnung des Krebsmedikamentes Taxol durch den Pilz Taxomyces andreanae in der Eibe (Taxus spp.). Der Pilz kann den Wirkstoff aber auch in der Kiefer (z.B. Pinus ponderosa), der Tanne (z.B. Abies grandis) oder der Lärche (z.B. Larix occidentalis) produzieren. Es wird vorgeschlagen die erfindungsgemäßen Formstücke mit endophytisch lebenden Mikroorganismen zu beladen und in Wirtsorganismen, wie z.B. Kiefer, Tanne etc. zu applizieren, um den endophytischen Mikroorganismus im Wirtsorganismus zu vermehren und die durch diesen produzierten Wirkstoffe später aus dem Pflanzengewebe zu extrahieren.
Anfärben von lebendem Holz zum Schutz vor illegaler Nutzung
In zahlreichen tropischen Ländern, werden Bäume auf räuberische Art und Weise in geschützen Arealen geschlagen, um ihr wertvolles Holz zu vermarkten. Der Wert des Holzes wäre wesentlich gemindert, wenn es zumindest teilweise verfärbt wäre. Außerdem würden Holzhändler in einem solchen Fall sofort erkennen, dass bestimmte angebotene Holzlose aus illegalem Einschlag stammen. Es wird daher vorgeschlagen, die erfindungsgemäßen Formstücke zur teilweisen Anfärbung von Holz in lebenden Bäumen zu verwenden. Dies kann geschehen, indem eine geeignete Farbe mithilfe der Infiltrationstechnik in die Formstücke eingebracht wird. Ein Beispiel für die Anwendung der Technik ist in Beispiel 6 gegeben.
Anschließend wird die Erfindung an Ausführungsbeispielen näher erläutert, die die Erfindung jedoch nicht beschränken sollen.
Beispiel 1
Aus dem Produkt Biochon wurde der Pilz Chondrostereum purpureum isoliert.
Ein Magazin mit 170 aus Buchenholz (Fagus sylvatica) gefertigten Holzstiften wurde 30 Minuten lang in einer 0,4%igen Kartoffel-Dextrose-Brühe (biomol-Katalognummer P5200.500) gekocht. Im Anschluss daran wurde das Magazin im Luftstrom einer Sterilwerkbank getrocknet und im Anschluss daran autoklaviert. Der Pilz C. purpureum wurde in einer Schüttelkultur im Schüttelkolben bei 100 Upm in einer 0,4%igen Kartoffel-Dextrose-Brühe vermehrt. Das entstandene Pilzmyzel wurde mit einem Ultra-Turrax unter der Sterilwerkbank zerkleinert, bis eine homogene Myzelsuspension vorhanden war. Die Suspension wurde unter sterilen Bedingungen in ein Becherglas gegossen und das Magazin mit den Holzstiften in die Suspension eingetaucht. Im Anschluss daran wurde das Magazin in eine sterile Pilzbruttüte überführt und in einem Brutschrank bei 20 °C 72 Stunden inkubiert. Die so behandelten magazinierten Holzstifte wurden erneut im Luftstrom einer Sterilwerkbank getrocknet. Der Vorgang wurde mit mehreren Magazinen wiederholt.
Die Behandlung der Amerikanischen Traubenkirsche erfolgte im Frühjahr, indem Triebe mit einem Durchmesser von maximal 10 cm ca. 15 cm über dem Erdboden abgesägt wurden und jeweils ein mit C. purpureum behandelter Holzstift auf ca. 10 cm² Schnittfläche mittels Druckluftnaglers (FASCO F44AC) eingeschossen wurde. Es wurden insgesamt 100 Pflanzen behandelt.
Die Auswertung des Versuchs erfolgte im Herbst desselben Jahres. An 93 behandelten Pflanzen hatten sich die typischen Fruchtkörper von C. purpureum gebildet und es zeigten sich die typischen Symptome des Bleiglanzes. Der Wiederaustrieb war an 88 der behandelten Pflanzen im Vergleich mit unbehandelten Pflanzen deutlich beeinträchtigt und an 12 Pflanzen waren die neuen Triebe noch in der laufenden Vegetationsperiode bereits abgestorben.
Aus den behandelten Stuppen wurde etwa zwei cm unter der Schnittfläche eine Holzprobe entnommen. Diese wurde im Labor hinsichtlich des Vorhandenseins des Pilzes C. purpureum untersucht. Der Pilz konnte in 97 der insgesamt 100 behandelten Stuppen nachgewiesen werden.
Beispiel 2
Der Stamm Fo47 von F. oxysporum wurde von der Firma AGRENE (47 rue Constant Pierrot, 21000 Dijon, Frankreich) zur Verfügung gestellt. Aus der Literatur ist bekannt, dass dieser Stamm nicht pathogen ist, jedoch zur Bekämpfung pathogener F.-oxysporum-Stämme eingesetzt werden kann.
90 aus Birkenholz gefertigte Holzstifte wurde 30 Minuten lang in einer 0,4%igen Kartoffel-Dextrose-Brühe (biomol-Katalognummer P5200.500) gekocht. Im Anschluss wurden die Stifte im Luftstrom einer Sterilwerkbank getrocknet und im Anschluss daran autoklaviert. Der Pilz F. oxysporum wurde in einer Schüttelkultur im Schüttelkolben bei 100 Upm in einer 0,4%igen Kartoffel-Dextrose-Brühe vermehrt. Das entstandene Pilzmyzel wurde mit einem Ultra-Turrax unter der Sterilwerkbank zu einer homogenen Myzelsuspension zerkleinert. Die Suspension wurde unter sterilen Bedingungen in ein Becherglas gegossen und die Holzstifte in die Suspension eingetaucht. Im Anschluss daran wurden die Holzstifte in eine sterile Pilzbruttüte überführt und in einem Brutschrank bei 25 °C 72 Stunden inkubiert. Die so behandelten Holzstifte wurden im Luftstrom einer Sterilwerkbank bis auf 15 % Holzfeuchte getrocknet.
Je 10 der so behandelten Holzstifte wurden in 9 Aluminium beschichtete Plastiktüten verschweißt. Je 3 Tüten wurden bei -10, 4 und 25 °C gelagert. Nach 3, 6 und 12 Monaten wurden die Holzstifte den Tüten wieder entnommen und 7 Tage in Petrischalen auf PDA inkubiert. Es konnte nachgewiesen werden, dass F. oxysporum aus allen behandelten Stiften auswuchs. Selbst eine Lagerung der Stifte bei 25 °C führte in keinem Fall zur Inaktivierung des Pilzes.
Beispiel 3

Der Stamm DSM 8567 von Pseudomonas fluorescens wurde in einem flüssigen Pepton-Medium (Sigma-Aldrich, Katalog-Nr. 77187) in Schüttelkultur bei 150 Upm vermehrt. Die Konzentration nach Abschluss der Kultur betrug 3,2 × 10⁹ cfu pro Milliliter. Die entstandene Bakteriensuspension wurde in ein Vakuumgefäß gegeben. 720 aus Buchenholz gefertigte Holzstifte wurden vollständig in die Suspension eingetaucht, das Vakuumgefäß wurde verschlossen und es wurde ein Vakuum von 0,1 bar angelegt. Nach 20 min wurde die Vakuuminfiltration beendet, der Druck im Vakuumgefäß wieder auf Normaldruck angehoben und das Gefäß geöffnet. Die Holzstifte wurde entnommen und im Luftstrom einer Sterilwerkbank getrocknet. Jeweils 180 Holzstifte wurden auf folgende Holzfeuchten eingestellt: 10 %, 20 %, 25 % und 30 %.
Im Anschluss an die Trocknung wurden jeweils 30 Holzstifte in Aluminium-beschichtete Plastiktüte überführt und eingeschweißt. Die Inkubation erfolgte bei 4 und 25 °C. Nach 3, 6 und 12 Monaten wurde je eine Holzstiftpackung der 8 Holzfeuchte-Temperatur-Varianten entnommen und jeweils 30 Holzstifte je Variante auf Pepton-Hefeextrakt-Agar bei 25 °C inkubiert. Nach weiteren 5 Tagen wurden die Bakterienkolonien, die sich um die Holzstifte herum gebildet hatten, gezählt.
Das Ergebnis ist in folgender Tabelle vorgestellt: Tabelle: Zahl der entstandenen Bakterienkolonien von jeweils 30 Holzstiften nach einer Lagerung von 3, 6 und 12 Monaten bei Holzfeuchten in den Holzstiften von 10, 20, 25 und 30 % sowie einer Inkubationstemperaturen von 4 und 25 °C.

		Holztfeuchte
Lagerdauer	Temperatur	10%	20%	25%	30%
3 Monate	4 °C	30	30	30	30
3 Monate	25 °C	1	3	19	30
6 Monate	4 °C	17	30	30	30
6 Monate	25 °C	0	2	19	30
12 Monate	4 °C	5	23	30	30
12 Monate	25 °C	0	0	11	30

Es wurde deutlich, dass P. fluorescens eine Inkubation in Holzstiften mit 30 % Holzfeuchte selbst bei einer Temperatur von 25 °C mindestens 12 Monate übersteht. Um ein Auswachsen des Bakteriums aus den Holzstiften zu erreichen müssen dabei längst nicht alle Bakterienzellen überlebt haben. Für die angestrebte Wirkung ist es vielmehr ausreichend, wenn so viele Zellen bei bestehender Nährstoffversorgung (Nährlösung wurde mit in die Holzstifte aufgenommen) überleben oder sich unter den vorhandenen Bedingungen reproduziert haben, dass vitale Bakterienkolonien aus den Stiften auswachsen.
Beispiel 4
Der Stamm SCI von Trichoderma atroviride wurde aus dem Produkt Vintec der Firma Belchim isoliert. Der Pilz wurde auf einem Biomalz-Agar in Petrischalen unter UV-Licht kultiviert. Nach 10 Tagen wurden die Kulturen in den Petrischalen mit ca. 20 ml sterilem Leitungswasser je Petrischale überstaut und die Pilzkonidien mit Hilfe eines sterilen Spatels von der Agaroberfläche abgekratzt und im Wasser suspendiert. Ca. 400 ml der so gewonnenen Konidiensuspension wurde in ein Vakuumgefäß gegeben. 170 aus Buchenholz gefertigte Holzstifte wurden vollständig in die Suspension eingetaucht, das Vakuumgefäß wurde verschlossen und ein Vakuum von 0,1 bar angelegt. Nach 20 min wurde die Vakuuminfiltration beendet, der Druck im Vakuumgefäß wieder auf Normaldruck angehoben und das Gefäß geöffnet. Die Holzstifte wurde entnommen, im Luftstrom einer Sterilwerkbank getrocknet und anschließend magaziniert.

Im Herbst wurden 10 mit Hallimasch (vermutlich Armillaria mellea) befallene Fichten derart mit den behandelten Holzstiften behandelt, dass je 5 Stifte im Abstand von ca. 5 cm genau an oder in unmittelbarer Umgebung der Austrittsstellen der Fruchtkörper in die Bäume geschossen wurden. Die Auswertung des Versuchs im Herbst des Folgejahres ergab, dass

• keine Fruchtkörper des Hallimaschs mehr aus den befallenen Bäumen auswuchsen,
• der Pilz Trichoderma atroviride aus dem behandelten Holz isoliert werden konnte und • der Pilz Trichoderma atroviride auch aus den unter der Rinde vorhandenen Rhizomorphen des Hallimaschs isoliert werden konnte.

Beispiel 5
Der Stamm PL 251 von Purpureocillium lilacimum wurde aus dem Produkt BioAct WG der Firma Andermatt isoliert.
100 aus Buchenholz gefertigte Holzstifte wurden 30 Minuten lang in einer 0,4%igen Kartoffel-Dextrose-Brühe (biomol-Katalognummer P5200.500) gekocht. Im Anschluss daran wurden die Stifte im Luftstrom einer Sterilwerkbank getrocknet und autoklaviert. Der Pilz P. lilacinum wurde in einer Schüttelkultur im Schüttelkolben bei 100 Upm in einer 0,4%igen Kartoffel-Dextrose-Brühe vermehrt. Das entstandene Pilzmyzel wurde mit einem Ultra-Turrax unter der Sterilwerkbank zerkleinert, bis eine homogene Myzelsuspension vorhanden war. Die Suspension wurde unter sterilen Bedingungen in ein Becherglas gegossen und die Holzstifte in die Suspension eingetaucht. Im Anschluss daran wurden die Stifte in eine sterile Pilzbruttüte überführt und in einem Brutschrank bei 25 °C 120 Stunden inkubiert. Die so behandelten Holzstifte wurden erneut im Luftstrom einer Sterilwerkbank getrocknet. Sie wurde dann in eine Aluminium-beschichtete Plastiktüte gegeben, luftdicht verschweißt und bei 25 °C gelagert.
Die Bewertung der Vitalität des Pilzes in den Holzstiften erfolgte nach 18 Monaten. Dazu wurden die Holzstifte der Tüte entnommen und auf Biomalz-Agar bei 25 °C inkubiert. Nach einigen Tagen wuchs der Pilz P. lilacinum aus allen Stiften aus und zeigte nach 14 Tagen eine kräftige Koloniebildung jeweils gleichmäßig um die Stifte herum verteilt.
Beispiel 6
15 Holstifte (50 mm × 3,7 m) aus Hainbuche (Carpinus betulus) wurden 48 Stunden in blauer Tinte (Pelikan 4001 auswaschbar) inkubiert und anschießend auf sauberem Untergrund (Edelstahlplatte) getrocknet. Die Holzstifte wurden Anfang Juni per Hammer spiralförmig in den Stamm einer lebenden Birke (Betula sp.) eingeschlagen. Ende Juli desselben Jahres wurde die Birke gefällt und der Stammabschnitt mit den Holzstiften in Scheiben von ca. 30 cm Länge geschnitten. Die Baumscheiben wurden an den Stellen, an denen die Stifte eingetrieben waren, mittels einer Axt in Faserrichtung aufgespalten. An allen 15 Stiften war Farbstoff von den Stiften in die umgebende Holzmatrix diffundiert und hatte diese blau angefärbt. Die größte Ausbreitung erfolgte in Faserrichtung oberhalb der Stifte. Die Ausbreitungslänge betrug bis zum 10fachen des Stiftdurchmessers.
Beispiel 7
Jeweils 10 runde Holzstifte (3,7 mm × 50 mm) aus unverdichtetem (Dichte ca. 0,7 g/cm³) und verdichtetem Hainbuchenholz (Dichte ca. 1,05 g/cm³) wurden 30 Minuten lang in einer 0,4%igen Kartoffel-Dextrose-Brühe (biomol-Katalognummer P5200.500) gekocht und anschließend 24 h in der Lösung aufbewahrt. Die unverdichteten Holzstifte nahmen ca. 30% der Lösung in sich auf und behielten weitgehend ihren runden Querschnitt bei, während die verdichteten Holzstifte ca. 50% Lösung aufsaugten und in Verdichtungsrichtung überproportional quollen, so dass ein ovaler Querschnitt entstand dessen größere Ausdehnung ca. 40% größer war als die kleinere Querausdehnung.
ZITATE ENTHALTEN IN DER BESCHREIBUNG
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Claims

Verfahren zur Behandlung von lebendem oder totem, verholztem oder nicht verholztem Pflanzengewebe mit Wirk- und/oder Farbstoffen, dadurch gekennzeichnet, dass ein mit Wirk- und/oder Farbstoff beladenes, aus einem porösen Material, wie z.B. Holz, bestehendes Formstück direkt und ohne vorherige Perforation des Pflanzengewebes mittels eines Setzgerätes in einem Arbeitsgang in das Pflanzengewebe appliziert wird.
Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, dass es sich bei dem Pflanzengewebe um Pflanzenteile lebender Pflanzen wie Stämme, Äste, Rhizome, Wurzeln, Pseudostämme, Blütenstände oder verdickte Planzenteile von Kakteen oder Agaven oder um totes verholztes bearbeitetes oder nicht bearbeitetes Pflanzengewebe handelt.
Verfahren nach den Ansprüchen 1 und 2, dadurch gekennzeichnet, dass es sich bei den Wirkstoffen um synthetische oder biobasierte Wirkstoffe mit einer insektiziden, nematiziden, moluskiziden, akariziden, fungiziden, bakteriziden, rodentiziden, verbrämenden, herbiziden, resistenzinduzierenden und/oder wachstumsfördernden Wirkung handelt.
Verfahren nach Anspruch 1 bis 3, dadurch gekennzeichnet, dass es sich bei den Wirkstoffen um Azadirachtin, Nikotin, Quassin, Rotenon oder Pyrethrin oder Derivate derselben handelt.
Verfahren nach den Ansprüchen 1 bis 3, dadurch gekennzeichnet, dass es sich bei den biobasierten Wirkstoffen um Mikroorganismen und/oder deren „Organe“, wie z.B. wie Stromata, Sporen, Konidien, Blastosporen, Chlamydosporen, Mikrosklerotien, Hyphen oder Hyphensegmente oder Hefezellen, oder bakterielle Zellen einschließlich Endosporen oder Viren einschließlich Bakteriophagen oder Bestandteile von Viren wie Polyeder oder Vironen sowie alle denkbaren Mischungen der aufgezählten Wirkstoffe handelt.
Verfahren nach den Ansprüchen 1, 3 und 5, dadurch gekennzeichnet, dass es sich bei den Wirkstoffen aus Mikroorganismen um die „Organe“ der Pilzarten Beauveria bassiana, Clonostachys rosea, Chondrostereum purpureum, Esteya vermicola (einschließlich der im Pilz enthaltenen Endobakterien), Gliocladium catenulatum, Isaria fumosorosea, Laetisaria arvalis, Lecanicillium lecanii, Lecanicillium muscarium, Metarhizium spp., Muscodor albus, Nomuraea rileyi, Phlebiopsis gigantean, Pochonia chlamydosporia, Purpureocillium lilacinum, Talaromyces flavus, Teratosperma oligocladum, Trichoderma spp., Verticillium tricorpus und Verticillium daliae sowie apathogene oder hypovirulent Stämme von Ceratocystis fagacearum, Cryphonectria parasitica, Fusarium oxsporum, Ophiostoma ulmi oder Verticillium dahliae oder um die Zellen oder Endosporen der Bakteriengattungen Bacillus, Burkholderia, Curtabacterium, Methylobacterium, Mitsuaria, Paenibacillus, Pasteurella, Pasteuria, Phyllobacterium, Pseudomonas, Seratia, Stenotrophomonas oder Streptomyces handelt.
Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 3, 5 und 6 dadurch gekennzeichnet, dass die Formstücke gleichzeitig oder sequentiell mit Nährmedium und Mikroorgansimen oder deren „Organen“ beladen und anschließend getrocknet werden, um das Wachstum der Mikroorgansimen und/oder ihrer „Organe“ solange zu reduzieren oder zu unterdrücken, bis die Mikroorganismen durch Feuchtigkeit am Applikationsort ausreichende Wachstumsbedingungen für ihre Vermehrung und Entwicklung von Wirkstoffen vorfinden, um sich im Pflanzengewebe auszubreiten und dort ihre Wirkung zu entfalten.
Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, dass es sich bei dem Farbstoff um einen im Wesentlichen wasserlöslichen Farbstoff handelt.
Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 8, dadurch gekennzeichnet, dass zum Applizieren der mit Wirk- und/oder Farbstoff beladenen, einseitig angespitzten oder angeschärften, stift- oder plättchenförmigen porösen, d.h. mit natürlichen oder künstlich, z.B. durch Bohren, Laser- oder Wasserstrahl erzeugten Poren von höchsten 500 µm Durchmesser und/oder an der Oberfläche strukturierten Formstücke in das Pflanzengewebe ein Setzgerät eingesetzt wird, das entweder ein von Hand angetriebenes Setzgerät, wie z.B. ein Hammer, oder ein mechanisches Setzgerät, wie z.B. ein Druckluftnagel- oder Klammergerät, ein Gasdrucknagel- oder Klammergerät, ein Elektro-Nagel- oder Klammergerät oder ein Vibrationsnagel- oder Klammergerät ist
Formstück nach Anspruch 1 und 3 bis 9, dadurch gekennzeichnet, dass das Formstück mit in Flüssigkeiten gelösten, dispergierten, emulgierten oder suspendierten Wirk- und/oder Farbstoffen bei Normaldruck, Unterdruck, Überdrück oder Wechseldruck beladen wurde.
Formstück nach einem der Ansprüche lund 3 bis 10, dadurch gekennzeichnet, dass das Formstück aus einem verdichtetem porösem Werkstoff, wie z.B. verdichtetem Holz besteht, der beim Beladen mit in Flüssigkeiten gelösten, dispergierten, emulgierten oder suspendierten Wirk- und/oder Farbstoffen aufquillt und dabei größere Flüssigkeitsmengen aufnimmt als unverdichtete Vergleichsproben.
Formstück nach einem der Ansprüche 1 und 3 bis 11, dadurch gekennzeichnet, dass mehrere Formstücke entweder vor oder nach der Beladung mit Wirk- und/oder Farbstoffen magaziniert sind, wobei pro Magazin mindestens 2 Formstücke enthalten sind.