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CN115192578A - 一种载槲皮素和尼达尼布混合胶束的制备 - Google Patents

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CN115192578A CN202210699802.0A CN202210699802A CN115192578A CN 115192578 A CN115192578 A CN 115192578A CN 202210699802 A CN202210699802 A CN 202210699802A CN 115192578 A CN115192578 A CN 115192578A
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Abstract

本发明属于生物医药领域，涉及一种载槲皮素和尼达尼布混合胶束的制备方法，包括：以槲皮素作为疏水嵌段材料，以天然壳寡糖作为亲水嵌段材料，构建肽修饰靶向的酯酶敏感性纳米载体。本发明通过药物制剂手段构建多功能主动靶向纳米载体，为改善药物在眼部的生物利用度提供有效的解决方案。以槲皮素作为疏水嵌段材料，以天然壳寡糖的正电荷吸附性和黏附性作为亲水嵌段材料，构建肽修饰靶向的酯酶敏感性纳米载体。该载体可以实现制剂在眼表的长滞留和高相容性，以及槲皮素和尼达尼布的协同递送。

Description

一种载槲皮素和尼达尼布混合胶束的制备
技术领域
本发明属于生物医药领域，主要涉及一种载槲皮素和尼达尼布混合胶束的制备。
背景技术
公开该背景技术部分的信息仅仅旨在增加对本发明的总体背景的理解，而不必然被视为承认或以任何形式暗示该信息构成已经成为本领域一般技术人员所公知的现有技术。
药物在眼部靶标的有效递送是一项极富挑战性的工作。近年临床前及临床研究对于角膜深层次病灶的递送多依赖于角膜基质或结膜下注射术，然而频繁行注射术给患者带来的恐惧和疼痛，并时刻警惕引发不可逆机械损伤所造成的不良后果。局部滴眼具有无创、不良反应少等优点，是治疗眼前节病变的首选途径。但传统的滴眼策略不能改变上述单克隆抗体以及小分子酪氨酸抑制剂在眼部滞留时间短、组织穿透性差、生物利用度低的药代动力学特点。角膜新生血管的病灶位于角膜基质，对于药物递送而言，首先需要穿透动态的亲水性泪膜和静态的亲脂性角膜上皮，这要求制剂既须具有在水相中的溶解能力，又须具有对于亲脂上皮层的穿透性。事实上，受限于角膜上皮中更为致密的紧密连接，一些研究工作的药代动力学结果显示，在眼部无创局部给药中，纳米制剂穿透角膜上皮的前节递送通路甚至较结膜-巩膜-脉络膜的后节递送更为困难。聚合物纳米胶束具有疏水嵌段和亲水嵌段，可在水中实现自组装形成稳定的结构包封疏水性药物，以清澈的水溶液作为滴眼液应用，从而不会对视力造成任何干扰。
发明内容
为了解决上述问题，本发明通过药物制剂手段构建多功能主动靶向纳米载体，为改善药物在眼部的生物利用度提供有效的解决方案。以槲皮素作为疏水嵌段材料，以天然壳寡糖的正电荷吸附性和黏附性作为亲水嵌段材料，构建肽修饰靶向的酯酶敏感性纳米载体。该载体可以实现制剂在眼表的长滞留和高相容性，以及槲皮素和尼达尼布的协同递送。
为实现上述技术目的，本发明采用如下技术方案：
本发明的第一个方面，提供了一种载槲皮素和尼达尼布混合胶束的制备方法，包括：
以槲皮素作为疏水嵌段材料，以天然壳寡糖作为亲水嵌段材料，构建肽修饰靶向的酯酶敏感性纳米载体，即得。
本发明的第二个方面，提供了上述的方法制备的载槲皮素和尼达尼布混合胶束。
本发明的第三个方面，提供了上述的载槲皮素和尼达尼布混合胶束在制备药物载体或药物递送系统中的应用。
本发明的第四个方面，提供了上述的载槲皮素和尼达尼布混合胶束在制备滴眼液中的应用。
本发明的第五个方面，提供了上述的载槲皮素和尼达尼布混合胶束在制备治疗眼前节病变的药物中的应用。
本发明的第六个方面，提供了一种空白药物载体，包括：上述的载槲皮素和尼达尼布混合胶束。
本发明的第七个方面，提供了一种药物制剂或药物递送系统，包括：上述的载槲皮素和尼达尼布混合胶束。
本发明的有益效果在于：
(1)角膜新生血管(CNV)是导致视力严重损害的主要原因之一。CNV的形成会损害视觉敏感度，甚至导致视力丧失。据统计，每年都有超过150万例角膜性致盲病例被报道。眼部作为人的视觉器官，存在许多特殊生理屏障和清除机制。这些屏障导致传统滴眼剂给药后滞留时间短，眼内组织穿透性差，生物利用度极低，为药物治疗带来诸多局限。本发明通过药物制剂手段构建多功能纳米胶束，以实现角膜新生血管治疗的增效减毒效果。
(2)本申请的操作方法简单、具有普适性，易于规模化生产。
附图说明
构成本发明的一部分的说明书附图用来提供对本发明的进一步理解，本发明的示意性实施例及其说明用于解释本发明，并不构成对本发明的不当限定。
图1为本申请的原理示意图；
图2为二肽的修饰壳寡糖-槲皮素聚合物(GSCQ)的合成路线图；
图3为GSCQ以及GSCQ@NTB的粒径和Zeta电位图；
图4为纳米胶束的微观形态进行表征图；
图5为DLS法测定的粒径分布的变化图；
图6为不同时间点累计释放率图；
图7为样品的荧光组织分布及成像图；
图8为药物浓度-时间曲线；
图9为裂隙灯钴蓝光观察角膜上皮的完整性图；
图10为苏木精-伊红(Hematoxylin-Eosin，H&E)染色观察角膜的组织学变化图；
图11为诱导新生血管后各治疗组的疾病进程代表性图；
图12为疾病评分热图；
图13为角膜新生血管长度量化结果图；
图14为角膜新生血管面积量化图。
具体实施方式
应该指出，以下详细说明都是示例性的，旨在对本发明提供进一步的说明。除非另有指明，本发明使用的所有技术和科学术语具有与本发明所属技术领域的普通技术人员通常理解的相同含义。
一种载槲皮素和尼达尼布混合胶束的制备方法，包括：
采用丁二酸酐对槲皮素进行羧酸化改性，得到羧基化的槲皮素；
在催化剂存在条件下，将所述羧基化的槲皮素与壳寡糖进行反应，得到壳寡糖-槲皮素共轭物CSQT；
在催化剂存在条件下，将Fmoc保护N端氨基的甘氨酰肌氨酸与所述壳寡糖-槲皮素共轭物CSQT进行反应，脱除Fmoc保护基，得到二肽的修饰壳寡糖-槲皮素聚合物GSCQ。
在一些实施例中，所述槲皮素与丁二酸酐的质量比为3～5：1。
在一些实施例中，在DMSO无水体系下利用丁二酸酐对槲皮素进行羧酸化改性
在一些实施例中，所述催化剂包括：EDC·HCl、NHS。
在一些实施例中，所述槲皮素与壳寡糖的质量比为2～5：1。
在一些实施例中，羧基化的槲皮素与壳寡糖的反应在惰性气体氛围中、避光、室温条件下进行。
在一些实施例中，所述槲皮素与Fmoc-GS的质量比为0.8～1.2：1。
在一些实施例中，在哌啶/二氯甲烷溶液中选择性断裂Fmoc保护基的酰胺酯键。
下面结合具体的实施例，对本发明做进一步的详细说明，应该指出，所述具体实施例是对本发明的解释而不是限定。
实施例1二肽修饰的壳寡糖-槲皮素聚合物的制备
氨酰肌氨酸修饰的壳寡糖-槲皮素聚合物通过以下反应合成。第一步，在DMSO无水体系下利用丁二酸酐对槲皮素进行羧酸化改性，并在EDC/NHS的催化下，将羧基化的槲皮素与壳寡糖的氨基进行连接，合成壳寡糖-槲皮素共轭物(CSQT)。第二步，利用酰胺反应，在EDC/NHS体系下将Fmoc保护N端氨基的甘氨酰肌氨酸的活性羧基与壳寡糖未反应的氨基连接(Fmoc-GSCQ)；最后脱去Fmoc保护基，得到二肽的修饰壳寡糖-槲皮素聚合物(GSCQ)，其合成路线见图2。
第一步，精密称取干燥至恒重的槲皮素0.303g和丁二酸酐0.131g溶解于10mLDMSO中，在氮气保护、避光条件下，在50℃恒温水浴中以600rpm搅拌24h使槲皮素羧基化(carboxy-QRT)。将0.2875g EDC·HCl和0.1725g NHS分别溶于2mL DMSO，分别投入carboxy-QRT反应液中搅拌30min以活化羧基；
称取0.12g壳寡糖溶于15mL去离子水中，搅拌使其完全溶解，并置于冰水浴中。缓慢地将上一步活化的carboxy-QRT反应液滴入壳寡糖溶液中，10min后撤去冰浴。在氮气保护、避光、室温条件下600rpm搅拌反应24h得到粗产物。将粗产物投入透析袋中(MWCO＝2000Da)，以DMSO:H2O＝1:1为透析液透析2天，再使用去离子水透析2天，以此除去不溶性槲皮素和其他未反应的小分子。将透析液使用布氏漏斗过滤，取滤液于-80℃冰箱预冻12h，使用冷冻干燥机冻干36h后得到淡黄色固体，即为产物CSQT。
第二步，称取Fmoc-GS 0.3g溶于30mL去离子水搅拌分散均匀。将0.46g EDC·HCl和0.15g NHS分别溶于10mL去离子水，分别投入Fmoc-GS反应液中，搅拌30min以活化Fmoc-GS的暴露羧基。
称取0.15g CSQT溶于30mL去离子水，缓慢滴加至已活化羧基的Fmoc-GS反应液中，氮气保护、避光、室温条件下，600rpm搅拌24h，使Fmoc-GS连接到未反应的壳寡糖氨基上。将得到的反应液投入透析袋中(MWCO＝2000Da)，对去离子水透析2天以除去未反应的小分子。将透析后得到的液体置于-80℃预冻12h，经冻干36h后得到固体产物Fmoc-GSCQ。
第三步，在20％哌啶/二氯甲烷(v/v)溶液中选择性断裂Fmoc保护基的酰胺酯键。称取50mgFmoc-GSCQ溶解于2mL哌啶和8mL二氯甲烷配成的溶剂。将得到的溶液在氮气保护下搅拌2h脱去Fmoc保护基，旋转蒸发除去二氯甲烷后，用10mL去离子水复溶，滴加1M HCl将溶液pH调节至7.0，透析袋(MWCO＝2000Da)对去离子水透析2天，除去残余有机试剂及小分子，冷冻干燥后得到终产物GSCQ聚合物。
实施例2空白聚合物纳米粒的制备
空白纳米胶束采用薄膜分散法制备。称取5mg GSCQ聚合物分散在3mL甲醇中，搅拌4h均匀分散。将样品置于旋转蒸发仪，以40℃、80rpm的条件下蒸去甲醇，使聚合物在茄形瓶壁上形成一层均匀覆膜。将茄形瓶置于常温真空干燥箱中过夜，过夜后加入10mL去离子水，置于水浴超声仪中以37℃超声水化40min，超声后的样品过0.8μm水系微孔滤膜过滤，得到GSCQ聚合物纳米胶束溶液。
实施例3载尼达尼布的聚合物纳米胶束的制备
载药纳米胶束(GSCQ@NTB)采用薄膜分散法制备。称取5mg GSCQ聚合物分散在2mL甲醇中，搅拌0.5h使均匀分散，而后滴入不同浓度NTB的1mL的NTB甲醇溶液，继续搅拌4h以上。将样品置于旋转蒸发仪，在40℃、80rpm的条件下蒸去甲醇，使聚合物在茄形瓶壁上形成均匀覆膜。将茄形瓶置于常温真空干燥箱中过夜，过夜后加入10mL去离子水，置于水浴超声仪中以37℃超声水化40min。超声后的样品在6000rpm下离心10min除去未包载的固体药物，过0.8μm水系微孔滤膜过滤，得到GSCQ@NTB聚合物纳米胶束溶液。
将GSCQ@NTB聚合物胶束溶液置于-80℃预冻12h，经冻干36h后得GSCQ@NTB固体粉末。
为了提高纳米胶束的载药量，通过筛选NTB与GSCQ聚合物的不同投料比评估了纳米胶束载药量和包封率的变化趋势，结果如表1所示。伴随NTB投料量的增加，载药量呈现上升的趋势。当NTB和GSCQ的比例从0.5:10增加到1.5:10时，载药量从(4.43±0.16)％增加到了(8.67±0.20)％，说明该纳米载药系统具备良好的药物负载能力。但该体系包封率在NTB和GSCQ的比例从1:10增加到1.5:10时，包封率从(89.0±2.09)％显著降低至到(63.3±1.60)％，此时包封率的显著降低可能源于NTB的投料量已超越聚合物的负载能力。故选择1:10时作为最佳的投料比例，此时载药量为(8.17±0.18)％，包封率为(89.0±2.09)％。
表1不同尼达尼布的投料量对GSCQ纳米胶束载药量和包封率的影响(n＝3)
Figure BDA0003703947790000081
粒径和电位：将按制备得到的纳米胶束溶液稀释至适当倍数，分别考察了GSCQ以及GSCQ@NTB的粒径和Zeta电位，图3展示了代表性的纳米胶束粒径分布及Zeta电位，结果显示胶束粒径分布均一，稳定性较佳。
微观形貌：取制备的空白胶束和载药胶束，去离子水稀释至适宜浓度，滴加至覆有碳膜的铜网上，滴加2％(w/v)的磷钨酸溶液用于样品负染，晾干后置于透射电子显微镜下对纳米胶束的微观形态进行表征，见图4(比例尺＝0.3μm)。结果表明聚合物自组装形成了具有均匀球形的纳米胶束，粒径大小均一，分散性良好，无明显聚集。
酯酶敏感性考察：为了考察酯酶存在条件下纳米胶束的粒径分布变化以验证其酯酶敏感性。取一定量的空白GSCQ纳米胶束溶液，分别加入20U/mL的猪肝酯酶，以37℃，100rpm为条件，置于恒温振荡器中孵育1h和4h后，DLS法测定粒径分布的变化见图5。
实验例1载尼达尼布聚合物纳米胶束的体外释放行为考察
尼达尼布从纳米胶束中的释放行为利用动态膜透析法进行考察。考察分为三组，释放介质含0.2％Tween 80的pH＝7.4的PBS缓冲液。第一组透析袋中加入1mL溶解40μg NTB游离药物的甲醇溶液；第二组透析袋中加入1mL包载有40μg NTB的GSCQ@NTB胶束溶液；为了考察酯酶敏感性，在第三组透析袋中加入1mL包载有40μg NTB的GSCQ@NTB胶束溶液，且其中含有20U/mL浓度的猪肝酯酶。上述溶液分别置于截留分子量为2kDa的透析袋中，并扎紧透析袋开口，放入含有8mL释放介质的离心管中。离心管以37℃，100rpm条件置于恒温水浴振荡器中振荡孵育，分别于相应时间点取样0.5mL释放介质，并向离心管中补充等体积新鲜介质。取出的介质试液过0.22μm微孔滤膜，HPLC测定NTB含量，并计算不同时间点累计释放率如图6。
实验例2眼内分布荧光可视化实验
为了更直观地观察和对比纳米胶束在眼组织中的转运途径，利用C6作为荧光探针标记纳米胶束。分为游离C6组和GSCQ@C6组，研究药物与制剂的在眼内转运代谢情况。实验前新西兰兔在昼夜恒定的光环境中平衡三天，固定8只家兔，在兔右结膜囊内滴入50μL浓度为250μg/mL的游离C6，左结膜囊中滴入50μL包载等剂量C6的GSCQ@C6滴眼液，轻轻上下拉动眼睑使滴眼液保持均匀分散在眼表上，15min后解除固定允许兔子自由活动。
分别于给药后15、30、60、120、240、360、480、720min处死家兔，剖取眼球，用20mL生理盐水冲洗。组织标本在-80℃冷冻，切成16个冷冻切片并用DAPI对细胞核进行染色。共聚焦显微镜下观察样品的荧光组织分布并成像如图7。
游离C6组和GSCQ@C6组的12h内角膜荧光分布如图6所示。可以观察到纳米制剂组较游离药物组有更强的荧光分布。GSCQ组于30min开始被角膜上皮细胞有效摄取，且开始穿透角膜上皮进入角膜基质层中，1h时在基质层中均匀分布且部分到达角膜内皮层，随后一直至8h，荧光一直在基质层中驻留，直至12h消失。而游离C6组的上皮层和基质层中则很少有荧光驻留，仅在2-4h内有少许荧光出现在基质层中。
实验例3角膜药物滞留浓度测定
实验前新西兰兔在昼夜恒定的光环境中平衡三天，实验平行3组进行测定。每组固定8只家兔，在兔右结膜囊内滴入50μL浓度为250μg/mL的游离NTB，左结膜囊中滴入50μL包载等剂量药物的GSCQ@NTB滴眼液，轻轻上下拉动眼睑使滴眼液保持均匀分散在眼表上，15min后解除固定允许家兔自由活动。
分别于给药后15、30、60、120、240、360、480、720min处死家兔，以10mL生理盐水冲洗眼表，用无菌干棉球蘸去水分。摘下兔眼球在体视显微镜下剖取角膜组织置于EP管中。精密称量后剪碎至边长约1-2mm，加入400μL甲醇浸泡。密封，于4℃浸泡24h后得到浸出液，10000rpm离心10min，取浸出液上清，以HPLC检测，并计算角膜浸出液中NTB浓度。
以游离NTB为参比制剂，通过绘制药物浓度-时间曲线，评估受试制剂GSCQ@NTB胶束在角膜内的生物利用程度和生物利用速度，通过GraphPad Prism 9计算药物浓度-时间曲线下面积以得到GSCQ@NTB胶束的相对生物利用度。
相对生物利用度(FR)按下式进行计算：
Figure BDA0003703947790000101
式中和AUCNTB和AUCGSCQ@分别为参比制剂和受试制剂的药物浓度-时间曲线下面积，DNTB和DGSCQ@分别为参比制剂和受试制剂的给药剂量。
HPLC测定兔角膜给药后角膜浸出液中的NTB药-时浓度变化趋势，药物浓度-时间曲线如图8所示。局部给药12h内，游离NTB的AUC为446.7±21.56，GSCQ@NTB制剂AUC为3431±120.6，由药-时浓度曲线下面积计算可知GSCQ@NTB的相对生物利用度为768.1％，远高于游离NTB组。其中，游离NTB与GSCQ@NTB均在1h时药物浓度达到Cmax，GSCQ@NTB的Cmax为NTB组的3.66倍，且随着游离药物在眼内被快速代谢，在4h时GSCQ@NTB组相较于游离组的浓度高达13.5倍，这与眼内荧光分布的结果相一致。
实验例4家兔眼表相容性测试
通过改良的Draize试验评估GSCQ@NTB载药胶束在兔眼(n＝3)的刺激性和生物相容性：将50μL载药胶束溶液(250μg/mL)滴入兔右眼结膜囊中，以50μL 0.9％生理盐水滴入兔左眼作为对照。每日固定早晚给药两次，连续给药21天。开始给药后1d，7d，14d和21d，将眼科用荧光素钠染色试纸置于兔下眼睑3min后取出，裂隙灯钴蓝光观察角膜上皮的完整性，如图9所示；第21d剖取各组角膜，组织切片后进行苏木精-伊红(Hematoxylin-Eosin，H&E)染色观察角膜的组织学变化如图10所示。
通过21天的连续给药验证了GSCQ@NTB胶束制剂对兔眼表的刺激性。荧光素钠染色结果证明，GSCQ@NTB胶束制剂21天连续给药后兔角膜未见明显损伤。H&E染色结果表明，GSCQ@NTB组给药结束后，兔角膜上皮细胞排列紧密且均匀，相较于生理盐水组无明显厚度改变，且基质层结构完好，无纤维组织增生和炎症细胞浸润现象。此外，21天裂隙灯观察下眼部无明显水肿及炎症等并发症出现，表明GSCQ@NTB胶束的刺激性低，符合眼用制剂的使用标准。
实验例5槲皮素及尼达尼布的协同递送药效学研究
按如下方法构建兔角膜新生血管疾病模型：全身麻醉通过耳缘静脉注射10％水合氯醛进行诱导，麻醉剂量为2mL/kg。全麻成功后固定于手术台上，开睑器开左睑，5％聚维酮碘滴入结膜囊消毒并轻轻上下拉动眼睑使滴眼液在眼表滞留1min后，以50mL生理盐水冲洗结膜囊。用无菌棉棒拭去结膜囊内多余水分，而后在手术眼结膜囊内滴入50μL盐酸奥布卡因滴眼液以局麻镇痛。将灭菌的直径8.0mm的空白药敏纸片用无菌摄子浸泡于浓度1mol·L-1的氢氧化钠溶液中5s，取出后轻轻甩掉多余碱液，将滤纸片置于兔左眼与角膜缘相切处，放置40s后取下，立即用300mL生理盐水冲洗术眼60s后取下开睑器。
以观察到新生血管侵入角膜缘生长且未见感染及穿孔等明显并发症为建模成功的标准，将25只实验新西兰兔随机分为生理盐水组、GSCQ空白胶束组、NTB游离药物组、地塞米松磷酸钠组以及GSCQ@NTB载药胶束组，每组各5只，做好标记并分笼饲养。每日早晚给药两次，每次50μL，给药浓度均为250μg/mL，空白胶束则以载药胶束等浓度给药，并常规使用左氧氟沙星眼药水点眼防止手术眼感染。
在第4、9及14天，对兔手术眼以手持裂隙灯进行评分检查，评分标准如下：
角膜混浊度：0＝完全透明；1＝轻微模糊且容易看到虹膜和瞳孔；2＝轻微不透明，但可以观察到虹膜和瞳孔；3＝不透明，几乎无法看到瞳孔；4＝完全不透明，观察不到瞳孔。
新生血管长度：0＝无新生血管；1＝角膜缘处具有新生血管；2＝新生血管穿越角膜缘且接近中心位置；3＝新生血管跨越角膜中心。
血管管腔评估：0＝无新生血管；1＝需要利用手持裂隙灯才可观察到新生血管；2＝利用手持裂隙灯容易看到新血管；3＝无裂隙灯的情况下可以观察到新生血管。
角膜新生血管的量化通过Image-Pro Plus软件计算，定义出比例尺及CNV的范围后，软件可自动计算出血管长度；新生血管的面积通过Image-Pro Plus软件辅助处理，通过计算血管生长的扇形面积来量化处理，公式为：
Figure BDA0003703947790000131
其中S定义为CNV面积，C定义为角膜圆周均分12等份后新生血管覆盖的扇区比例，L定义为距角膜缘的最长血管的长度，R定义为角膜半径。
诱导新生血管后各治疗组的疾病进程代表性图像如图11，疾病评分热图如图12，角膜新生血管长度量化结果如图13，角膜新生血管面积量化如图14所示。
如图12所示，每组5只兔子分别标记为A-E，记录了4、9、14天的角膜新生血管疾病进程总评分，最右图例中所对应的不同颜色。结合图13及图14可知，与生理盐水组相比，NTB组、DEX组和GSCQ@NTB组的新生血管长度及面积均显著降低；相较于DEX组，GSCQ@NTB组的角膜新生血管面积进一步降低，血管长度进一步显著降低，且临床疾病总评分显著下降，这表明GSCQ@NTB组能够显著地抑制新生血管的增长。这归因于GSCQ@NTB组增强了眼表的滞留性以及角膜组织的摄取，使制剂在角膜基质层具有更深层次和更为均匀的分布，且进一步证明了槲皮素及尼达尼布的联合应用对于角膜新生血管的疾病进展具有更好的抑制效果，具有一定的药效学优势。
最后应该说明的是，以上所述仅为本发明的优选实施例而已，并不用于限制本发明，尽管参照前述实施例对本发明进行了详细的说明，对于本领域的技术人员来说，其依然可以对前述实施例所记载的技术方案进行修改，或者对其中部分进行等同替换。凡在本发明的精神和原则之内，所作的任何修改、等同替换、改进等，均应包含在本发明的保护范围之内。

Claims (10)

1.一种载槲皮素和尼达尼布混合胶束的制备方法，其特征在于，包括：
采用丁二酸酐对槲皮素进行羧酸化改性，得到羧基化的槲皮素；
在催化剂存在条件下，将所述羧基化的槲皮素与壳寡糖进行反应，得到壳寡糖-槲皮素共轭物CSQT；
在催化剂存在条件下，将Fmoc保护N端氨基的甘氨酰肌氨酸与所述壳寡糖-槲皮素共轭物CSQT进行反应，脱除Fmoc保护基，得到二肽的修饰壳寡糖-槲皮素聚合物GSCQ。
2.如权利要求1所述的载槲皮素和尼达尼布混合胶束的制备方法，其特征在于，所述槲皮素与丁二酸酐的质量比为3～5：1。
3.如权利要求1所述的载槲皮素和尼达尼布混合胶束的制备方法，其特征在于，在DMSO无水体系下利用丁二酸酐对槲皮素进行羧酸化改性。
4.如权利要求1所述的载槲皮素和尼达尼布混合胶束的制备方法，其特征在于，所述催化剂包括：EDC·HCl、NHS。
5.如权利要求1所述的载槲皮素和尼达尼布混合胶束的制备方法，其特征在于，所述槲皮素与壳寡糖的质量比为2～5：1。
6.如权利要求1所述的载槲皮素和尼达尼布混合胶束的制备方法，其特征在于，羧基化的槲皮素与壳寡糖的反应在惰性气体氛围中、避光、室温条件下进行。
7.如权利要求1所述的载槲皮素和尼达尼布混合胶束的制备方法，其特征在于，所述槲皮素与Fmoc-GS的质量比为0.8～1.2：1。
8.如权利要求1所述的载槲皮素和尼达尼布混合胶束的制备方法，其特征在于，在哌啶/二氯甲烷溶液中选择性断裂Fmoc保护基的酰胺酯键。
9.权利要求1-8任一项所述的方法制备的载槲皮素和尼达尼布混合胶束。
10.如权利要求9所述的载槲皮素和尼达尼布混合胶束，其特征在于，所述混合胶束用于制备药物载体、药物递送系统、滴眼液或治疗眼前节病变的药物。
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